3-1-1-Amylases
Trois enzymes sont capables de dégrader l'amidon et le
glycogène. Il s'agit de l'áamylase, de la â-amylase et de
la glucoamylase. L'á-amylase (EC 3.2.1.1) coupe la liaison osidique
á (1?4) au hasard à l'intérieur de la chaîne
á-glucane. Elle libère généralement de
l'á-maltose et des á-maltodextrines limites. La â-amylase
(EC 3.2.1.2) dégrade l'amidon ou le glycogène à partir de
l'extrémité non réductrice pour donner essentiellement du
â-maltose. Quant à la glucoamylase (EC 3.2.1.3), elle
libère du glucose à partir de l'extrémité non
réductrice de l'amidon et du glycogène. Ces différentes
amylases peuvent être distinguées les unes des autres par
l'identification de leurs produits d'hydrolyse (Robyt et French,
1967). Seule l'á-amylase a été mise en
évidence chez les insectes. Les autres enzymes amylolytiques n'existent
pas dans l'appareil digestif de ceux-ci. L'activité glucoamylasique mise
en évidence la première fois chez les insectes par Terra
et Jordão (1989) dans l'intestin moyen de la larve de Musca
domestica a été par la suite révélée
comme étant la résultante de l'action combinée d'une
á-amylase et d'une á-glucosidase par les mêmes auteurs en
1991.
Les séquences en acides aminés des amylases des
insectes Drosophila melanogaster (Boer et Hickey,
1986) et Tribolium castaneum (Hickey et al.,
1987) sont connues. Elles ressemblent à celles des
á-amylases déjà séquencées. Cette analogie
structurale montre que ces enzymes proviendraient d'une même
séquence ancestrale (Hickey et al., 1987). La
plupart des amylases des insectes ont des masses moléculaires qui se
situent entre 48 et 68 kDa (Baker, 1989, 1991 ; Kanekatsu,
1978). Les points isoélectriques sont acides et se situent
entre 3,5 et 4. Les constantes de Michaelis et Menten déterminées
lorsque l'amidon soluble est utilisé comme substrat ne dépassent
pas 0,4 % (p /v). Les pH optima d'hydrolyse correspondent
généralement aux pH des intestins moyens dans lesquels les
amylases ont été isolées.
L'ion calcium active les amylases des insectes Sitophilus
oryzae (Baker et Woo, 1985 ; Baker, 1987), S.
granarius (Baker et Woo, 1985 ; Baker, 1987) et
Rhyzopertha dominica
(Baker, 1991). Il reste cependant sans effet
sur celles de Pheropsophus aequinoctialis (Ferreira et Terra,
1989), de Anagasta muehniella (Baker, 1989),
de Erinnyis ello (Santos et Terra, 1985) et de
Spodopera fugiperda (Ferreira et al., 1994).
Cet ion peut affecter la thermostabilité de certaines amylases
d'insectes. C'est le cas des amylases des espèces de
Sitophilus (Baker, 1983) et de Bombyx mori
(Kanekatsu, 1978). Il protège les amylases de
Tenebrio molitor (Buonocore et al., 1976) et
de Rhynchosciaria americana (Terra et al.,
1977) contre l'inactivation thermique au cours de la dialyse contre le
tampon. La plupart des amylases des insectes sont des enzymes calcium
dépendantes (Thomas et al., 1971). La
présence de chlorure et de certains anions dans le milieu
réactionnel des amylases d'insectes entraîne un changement de pH
optimum d'hydrolyse et des paramètres cinétiques de ces enzymes.
Les premiers constats ont été faits chez les amylases des
Hemiptera (Hori, 1972). Les ions chlorures augmentent
34 fois la vitesse maximale de la réaction mais n'affectent pas la
constante de Michaelis-Menten de l'amylase de Rhynchosciaria
americana. Ils entraînent un changement de pH optimum d'hydrolyse de
cette enzyme passant de 6,8 à 8,0. Ce biocatalyseur est aussi
activé par le bromure et le nitrate (Terra et al.,
1977). Ce comportement cinétique est en accord avec celui des
amylases des mammifères, ce qui suggère que ces enzymes ont des
mécanismes d'action similaires qui se traduiraient par la modification
de la conformation de l'enzyme suite au changement de l'état
d'ionisation des résidus d'acides aminés impliqués dans la
catalyse de ces enzymes. Ce changement induirait une augmentation des valeurs
de pKa des groupes protonés, entraînant ainsi un changement du pH
optimum d'hydrolyse de la réaction de l'enzyme et une augmentation de sa
vitesse maximale (Wakim et al., 1969 ; Levitzki et Steer,
1974). D'autres exemples d'activation d'amylases d'insecte par les
chlorures existent. C'est le cas des amylases de l'adulte de la larve de
Phoracantha semipunctata (Weber et al.,
1985) et de l'adulte de Drosophila melanogaster
(Doane, 1969).
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