Etiologie et frequence des parasitoses digestives chez les enfants de 0 a 5 ans dans l'AS CBCA Nyamugo

CHAP II. MATERIELS ET METHODES

2.1 Types d'étude : Il s'agit d'une étude descriptive transversale

2.2 Présentation du milieu d'étude

L'Aire de Santé CBCA/Nyamugo se situe dans la zone de santé urbaine de Kadutu, quartier Nyamugo, précisément sur avenue Ambe avec une superficie de 534 601 Km².

Il est limité : - A l'Est par l'A.S d'Ibanda, l'A.S Muhungu,

- A l'Ouest par l'A.S Uzima,

- Au nord par l'A.S Neema et quartier Kasali,

- Au sud par le pont Kibonge et Buholo VI (à 8^eme CEPAC).

2.3 Echantillonnage

2.3.1 Population cible

Notre population cible sont les enfants âgés de 0 à 5 ans dans l'Aire de Santé CBCA /Nyamugo.

2.3.2 Choix & taille de l'échantillon

Pour la sélection des enfants de 0 à 5ans qui ont participés à notre étude, nous avons opté pour un échantillonnage occasionnel ; Sur le recueil des échantillons a été effectuer au fur et à mesure que ces enfants venaient à la CPS, la taille d'échantillon était de 80 enfants, pendant une période de deux mois.

2.3.3 Critères d'inclusion :

- Etre enfant de 0 à 5ans

- Etre présent à la séance de CPS les jours de nos enquêtes

- Avoir accepté de participer à l'étude

2.4. Collecte des données (Méthodes et techniques utilisées)

Nous avons fait recours aux techniques ci-après : Questionnaire d'enquête, qui nous a servi à récolter les données cadrant avec les facteurs associés aux parasitoses digestives. Nous avons réalisé certains examens parasitologique au laboratoire à la recherche des parasitoses intestinales tels que :

1. Examens Direct de Selles : Les analyses effectuées en parasitologie sont celles qui visent à détecter : les parasites, les larves, les oeufs de parasites, les kystes, les cellules (GB, GR), mais aussi les champignons (levures).

Principe : les selles sont prélevées à une petite quantité et mélangée avec la solution physiologique 0,9% ou 0,85%, les parasites intestinaux sont visibles au microscope à l'objectif 10 fois(X) ou 40 fois(X).

Matériels et réactifs :Flacon en plastique, pipette pasteur, lame porte objet, lamelle couvre objet, microscope, baguette en plastique ou en bois

Réactif : le réactif utilisé est le Nacl 0,9% ou 0,85%

Mode opératoire :

- Donner au patient un flacon avec bâtonnet,

- Demander au patient de faire les selles et mettre une petite quantité des selles pour l'échantillon dans le flacon à l'aide d'un bâtonnet,

- Mettre une à deux gouttes de l'eau physiologique sur la lame,

- Ajouter une portion de l'échantillon moyennant la tigette,

- Mélanger correctement et couvrir la préparation avec une lamelle,Passer à la lecture à l'objectif 10X et 40X.

Résultats et interprétation : Dans un examen Direct des Selles, les éléments suivants sont retrouvés : Parasites mobiles, les larves de certains parasite, les  OEufs , les kystes, les levures, Globules blancs ,Globules rouges.

2. Selles après coloration et Enrichissement de selles selon Willis ainsi que Ritchie.

a. Concentration parasitaire à l'aide d'une solution saline (Willis)

Intérêts : Méthode recommandée pour: La recherche d'oeufs d'ankylostomes, d'ascaris, d'H. nana, de Tænia, de trichocéphale (méthode de choix pour le dépistagede l'ankylostome).

Principe :Les selles sont mélangées à une solution saturée en Chlorure de sodium, ce qui en augmente la densité. Les oeufs de parasites, plus légers, flottent et montent à la surface, où ils peuvent être prélevés.

MATÉRIELS : Flacons de 10 ml (pénicilline), Applicateurs en bois, Lamelles de verre, Alcool, Ether, Solution de Willis

MÉTHODE :

- Dans un flacon de pénicilline, placer un morceau de selles d'environ 2 ml (2 cm3). Remplir le quart du flacon avec de la solution de Willis,

- A l'aide d'un applicateur, écraser le morceau de selles et bien le mélanger à la solution. Puis, remplir complètement le flacon avec de la solution de Willis. La suspension doit être parfaitement homogène,

- Déposer soigneusement une lamelle sur l'orifice du flacon,

- Vérifier que la lamelle recouvre complètement le liquide, sans bulle d'air. Laisser reposer 10 minutes, Retirer avec précaution la lamelle à laquelle doit adhérer une goutte du liquide ; Déposer la lamelle sur une lame et l'examiner immédiatement au microscope, car la préparation se dessèche très vite. Sinon, sceller la lamelle à la vaseline-bougie,

- Faire varier la vis micrométrique pour chaque objet vu dans le champ microscopique (car les oeufs ont tendance à coller à la lamelle et ne sont pas nets immédiatement).

RITCHIE : Méthode recommandée pour: La recherche des oeufs : les oeufs de Schistosoma mensoni et les douves intestinales

MATÉRIELS : Centrifugeur électrique, Tubes coniques à centrifuger de 15 ml, avec bouchons, Flacons de pénicilline, Entonnoir, Gaze, Eprouvette graduée, Ecouvillon-coton

RÉACTIFS : Formol à 10%), Ether pur (ou à défaut essence ordinaire),Soluté physiologique.

MÉTHODE AU FORMOL-ÉTHER

- Prendre un morceau de selles, L'écraser et le mélanger à 10 ml de soluté physiologique,

- Filtrer à travers 2 couches de gaze dans un tube à centrifuger portant des graduations de 1 0 ml et de 13 ml.

- Centrifuger 1 minute à vitesse moyenne. Rejeter le surnageant. Si celui-ci est trouble, laver le culot une 2ème fois. Pour cela, le mélanger à 10 ml de solutéPhysiologique. Centrifuger 1 minute à vitesse moyenne et rejeter le surnageant.Ajouter au culot 10 ml de formol à 10% (jusqu'à la graduation 10 ml).

- Bien délayer le culot et laisser reposer 5 minutes.

- Ajouter 3 ml d'éther ou d'essence (jusqu'à la graduation13 ml). Boucher le tube, le retourner sur le côté et l'agitervivement pendant 30 secondes.

- Déboucher avec précaution,Centrifuger 1 minute à vitesse réduite.Le tube contiendra 4 couches:1ère couche (éther), 2ème couche (débris), 3ème couche (formol), 4ème couche (le culot).

- Décoller la 2ème couche du bout d'un applicateur en bois, en glissant celui-ci entre la couche et les parois du tube. Renverser le tube et rejeter tout le surnageant. A l'aide d'un écouvillon-coton, racler tous les débris adhérant encore à l'intérieur du tube.

- Bien mélanger le culot restant en tapotant doucement le fond du tube.

- Déposer sur une lame 2 gouttes de culot. Ajouter 1 petite goutte de Lugol, uniquement à la 2^ème goutte de culot.Couvrir les 2 gouttes avec une lamelle. Examiner au microscope.Préparation 1 (non colorée): utiliser des objectifs 1 0 x et 40 x, Préparation 2 (colorée): Utiliser un objectif 40 x.Echantillons de selles reçues dans du formol: Suivre la même méthode, mais en remplaçant le soluté physiologique par de l'eau distillée.