CHAP II. MATERIELS ET
METHODES
2.1 Types d'étude :
Il s'agit d'une étude descriptive transversale
2.2 Présentation du
milieu d'étude
L'Aire de Santé CBCA/Nyamugo se situe dans la zone de
santé urbaine de Kadutu, quartier Nyamugo, précisément sur
avenue Ambe avec une superficie de 534 601 Km2.
Il est limité : - A l'Est par l'A.S d'Ibanda,
l'A.S Muhungu,
- A l'Ouest par l'A.S Uzima,
- Au nord par l'A.S Neema et quartier Kasali,
- Au sud par le pont Kibonge et Buholo VI (à
8eme CEPAC).
2.3 Echantillonnage
2.3.1 Population cible
Notre population cible sont les enfants âgés de 0
à 5 ans dans l'Aire de Santé CBCA /Nyamugo.
2.3.2 Choix & taille de
l'échantillon
Pour la sélection des enfants de 0 à 5ans qui ont
participés à notre étude, nous avons opté pour un
échantillonnage occasionnel ; Sur le recueil des
échantillons a été effectuer au fur et à mesure
que ces enfants venaient à la CPS, la taille d'échantillon
était de 80 enfants, pendant une période de deux mois.
2.3.3 Critères
d'inclusion :
- Etre enfant de 0 à 5ans
- Etre présent à la séance de CPS les jours
de nos enquêtes
- Avoir accepté de participer à l'étude
2.4. Collecte des données
(Méthodes et techniques utilisées)
Nous avons fait recours aux techniques ci-après :
Questionnaire d'enquête, qui nous a servi à récolter les
données cadrant avec les facteurs associés aux parasitoses
digestives. Nous avons réalisé certains examens parasitologique
au laboratoire à la recherche des parasitoses intestinales tels
que :
1. Examens Direct de Selles : Les analyses
effectuées en parasitologie sont celles qui visent à
détecter : les parasites, les larves, les oeufs de parasites, les
kystes, les cellules (GB, GR), mais aussi les champignons (levures).
Principe : les selles sont
prélevées à une petite quantité et
mélangée avec la solution physiologique 0,9% ou 0,85%, les
parasites intestinaux sont visibles au microscope à l'objectif 10
fois(X) ou 40 fois(X).
Matériels et réactifs :Flacon
en plastique, pipette pasteur, lame porte objet, lamelle couvre objet,
microscope, baguette en plastique ou en bois
Réactif : le réactif
utilisé est le Nacl 0,9% ou 0,85%
Mode opératoire :
- Donner au patient un flacon avec bâtonnet,
- Demander au patient de faire les selles et mettre une petite
quantité des selles pour l'échantillon dans le flacon à
l'aide d'un bâtonnet,
- Mettre une à deux gouttes de l'eau physiologique sur la
lame,
- Ajouter une portion de l'échantillon moyennant la
tigette,
- Mélanger correctement et couvrir la préparation
avec une lamelle,Passer à la lecture à l'objectif 10X et 40X.
Résultats et interprétation :
Dans un examen Direct des Selles, les éléments suivants sont
retrouvés : Parasites mobiles, les larves de certains parasite, les
OEufs , les kystes, les levures, Globules blancs ,Globules
rouges.
2. Selles après coloration et Enrichissement de selles
selon Willis ainsi que Ritchie.
a. Concentration parasitaire à l'aide d'une
solution saline (Willis)
Intérêts : Méthode
recommandée pour: La recherche d'oeufs d'ankylostomes, d'ascaris,
d'H. nana, de Tænia, de trichocéphale
(méthode de choix pour le dépistagede l'ankylostome).
Principe :Les selles sont
mélangées à une solution saturée en Chlorure de
sodium, ce qui en augmente la densité. Les oeufs de parasites, plus
légers, flottent et montent à la surface, où ils peuvent
être prélevés.
MATÉRIELS : Flacons de 10 ml
(pénicilline), Applicateurs en bois, Lamelles de verre, Alcool, Ether,
Solution de Willis
MÉTHODE :
- Dans un flacon de pénicilline, placer un morceau de
selles d'environ 2 ml (2 cm3). Remplir le quart du flacon avec de la solution
de Willis,
- A l'aide d'un applicateur, écraser le morceau de selles
et bien le mélanger à la solution. Puis, remplir
complètement le flacon avec de la solution de Willis. La suspension doit
être parfaitement homogène,
- Déposer soigneusement une lamelle sur l'orifice du
flacon,
- Vérifier que la lamelle recouvre complètement le
liquide, sans bulle d'air. Laisser reposer 10 minutes, Retirer avec
précaution la lamelle à laquelle doit adhérer une goutte
du liquide ; Déposer la lamelle sur une lame et l'examiner
immédiatement au microscope, car la préparation se
dessèche très vite. Sinon, sceller la lamelle à la
vaseline-bougie,
- Faire varier la vis micrométrique pour chaque objet vu
dans le champ microscopique (car les oeufs ont tendance à coller
à la lamelle et ne sont pas nets immédiatement).
RITCHIE : Méthode recommandée
pour: La recherche des oeufs : les oeufs de Schistosoma mensoni et les
douves intestinales
MATÉRIELS : Centrifugeur
électrique, Tubes coniques à centrifuger de 15 ml, avec bouchons,
Flacons de pénicilline, Entonnoir, Gaze, Eprouvette graduée,
Ecouvillon-coton
RÉACTIFS : Formol à 10%),
Ether pur (ou à défaut essence ordinaire),Soluté
physiologique.
MÉTHODE AU FORMOL-ÉTHER
- Prendre un morceau de selles, L'écraser et le
mélanger à 10 ml de soluté physiologique,
- Filtrer à travers 2 couches de gaze dans un tube
à centrifuger portant des graduations de 1 0 ml et de 13 ml.
- Centrifuger 1 minute à vitesse moyenne. Rejeter le
surnageant. Si celui-ci est trouble, laver le culot une 2ème fois. Pour
cela, le mélanger à 10 ml de solutéPhysiologique.
Centrifuger 1 minute à vitesse moyenne et rejeter le surnageant.Ajouter
au culot 10 ml de formol à 10% (jusqu'à la graduation 10 ml).
- Bien délayer le culot et laisser reposer 5 minutes.
- Ajouter 3 ml d'éther ou d'essence (jusqu'à la
graduation13 ml). Boucher le tube, le retourner sur le côté et
l'agitervivement pendant 30 secondes.
- Déboucher avec précaution,Centrifuger 1 minute
à vitesse réduite.Le tube contiendra 4 couches:1ère couche
(éther), 2ème couche (débris), 3ème couche
(formol), 4ème couche (le culot).
- Décoller la 2ème couche du bout d'un applicateur
en bois, en glissant celui-ci entre la couche et les parois du tube. Renverser
le tube et rejeter tout le surnageant. A l'aide d'un écouvillon-coton,
racler tous les débris adhérant encore à
l'intérieur du tube.
- Bien mélanger le culot restant en tapotant doucement le
fond du tube.
- Déposer sur une lame 2 gouttes de culot. Ajouter 1
petite goutte de Lugol, uniquement à la 2ème goutte de
culot.Couvrir les 2 gouttes avec une lamelle. Examiner au
microscope.Préparation 1 (non colorée): utiliser des objectifs 1
0 x et 40 x, Préparation 2 (colorée): Utiliser un objectif 40
x.Echantillons de selles reçues dans du formol: Suivre la même
méthode, mais en remplaçant le soluté physiologique par de
l'eau distillée.
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