Activité anti drépanocytaire et stabilité physico-chimique des anthocyanes extraits des bulbes d'hypoxis angustifolia et des feuilles d'ipomoea batatas

République Démocratique du Congo

Ministère de l'Enseignement Supérieur et Universitaire

UNIVERSITE DE KINSHASA

FACULTE DES SCIENCES

Département de Chimie

B.P. 190 KINSHASA XI

Activité anti drépanocytaire et Stabilité physico-chimique des anthocyanes extraits des bulbes d'Hypoxis angustifolia et des feuilles d'Ipomoea batatas 

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Yannick TULA MOBOLUA

Gradué en sciences chimiques.

Mémoire présenté et défendu en vue de l'obtention du titre de licencié en sciences

Groupe : Chimie

Option : Chimie-physique

Directeur : Prof. Pius MPIANA TSHIMANKINDA.

Co-directeur : Prof. Jean KAYEMBE SUNGULA.

ANNEE ACADEMIQUE : 2011 - 2012

IN MEMORIAM

A mes chers défunts grands-parents MOBOLUA IYELA et MATSHO MA IYANGA et à mon défunt père Carlos NGOMA à qui le destin a arraché l'âme si tôt avant de jouir de leurs semences qui continuent leur production. Mes larmes ne cesseront de couler en leurs souvenirs

DEDICACE

A l'Eternel Dieu qui est ma lumière, mon salut et le soutien de ma vie.

A ma mère Eveline AMBA BOPENDA pour tant d'affections et ton grand amour, ta patience et tes prières.

A mes oncles FATAKI BAKONZO et BOKUMBE MOBOLUA pour tant des sacrifices à mon égard, veuillez trouver dans ce travail le fruit de vos efforts, vos encouragements, vos investissements et votre détermination.

A mon oncle IYANGA MOBOLUA pour votre soutien matériel et moral.

Au Pasteur Gédéon DIASILUA et au bishop Billy MUTOMBO pour vos prières, que ce travail en soit la réponse.

A ma conseillère Sarah MOSENGO MBEMBE la Rose.

A vous tous, mes frères, soeurs et cousins pour votre amour, votre patience et votre affection : Trésor MOLA, Fabrice BOSALA, Angelo MAMPUYA, Marchedi NGAPILA, Radi NGAPILA, Grâce AMBA, Israël BOKUMBE, Steven BOKUMBE, Alexia BOKUMBE, Raïs FATAKI, Juseters FATAKI, Dan et Schéma IYANGA, Annie MASAKA, Guy DIMBALA ainsi que tous les membres de la famille MOBOLUA.

Je dédie ce travail.

Yannick TULA MOBOLUA

REMERCIEMENTS

Au terme de notre cycle de licence en sciences chimiques, qu'il nous soit permis de nous acquitter de l'agréable devoir de reconnaissance envers ceux qui de près ou de loin ont contribué à notre formation.

Nos remerciements s'adressent aux Professeurs Pius MPIANA TSHIMANKINDA et Jean KAYEMBE SUNGULA qui, malgré leurs multiples occupations, ont acceptés d'assurer la direction et la codirection de ce travail, respectivement.

Nos remerciements s'adressent également aux Professeurs Blaise MBALA, Oscar SHETONDE, Teddy SUNDA, Crispin MULAJI et aux Chefs des Travaux Damien TSHIBANGU et Dorothée TSHILANDA pour leurs conseils, remarques et suggestion.

Nous disons également merci aux Assistants Blaise KIMBADI, Emanuel ATIBU Philippe TSALU et Yannick MANKOTO pour leurs conseils et suggestions.

Nous tenons à remercier sincèrement les autorités académiques de l'Université de Kinshasa, tous nos Professeurs en général et ceux du département de chimie en particulier, les Chefs de Travaux, Assistants et Techniciens de Laboratoire de la Faculté des Sciences pour leur contribution à notre formation.

Que tous nos amis et ainés trouvent ici l'expression de notre gratitude. Il s'agit particulièrement de : Akim KAMBULU, Carlos MPIANA, Cris MK, DEDIEU KIBONGE, Fiston KASONGO, Glody NANY, Joe MATETE, Olivier BAYAKA, Patrick MAKANGA, Tardelli TSASA, Winnie LIFAEFI,...

Que nos compagnons de lutte avec qui nous avons partagé des moments inoubliables durant notre parcours à l'Université de Kinshasa, soient honorés pour leur amour et collaboration, nous citons : Beaudrique NSIMBA, Bob NTUMBA, Cédric MATUMONA, Chico IBONGO, Christian INGONGOMO, Christian LOTIGO, Claudine MANDESI, Domaine MWANANGOMBO, Gédéon BONGO, Guelor MAVEVUA, Kifline KIFUANI, Jacques MALALA, Jenny PONDO, Jenny MANZA, Jimmy UPASULA, Jules MAMBU, Julien MOPONGO, Laurent KIALA, Nice KINDOMBE, Patricia KUKU, Patrick WALEBO, Paul MANAYALA, Reagan MUTOMBO, Pedro MIGUEL, Steve MBOKOLO,.....

Que tous ceux qui nous ont soutenu mais n'ont pas été cités nommément, trouvent ici l'expression de notre profonde gratitude.

Yannick TULA MOBOLUA

INTRODUCTION

La drépanocytose est une maladie héréditaire et génétique du sang dans laquelle l'hémoglobine A normale est remplacée par l'hémoglobine S drépanocytaire. Au niveau moléculaire il s'agit d'une mutation ponctuelle entrainée par la substitution, sur la chaine â de la globine en position 6, d'un acide glutamique (chargé négativement) par la valine (neutre). Cette mutation diminue l'affinité de l'hémoglobine pour l'oxygène et réduit sensiblement la solubilité de l'hémoglobine S dans sa forme non oxygénée (désoxy HbS). Ainsi, lorsque la pression partielle en oxygène baisse, l'hémoglobine S devient très peu soluble. Elle se polymérise avec d'autres molécules de l'hémoglobine S et cristallise dans le globule rouge qui se déforme alors en faucille. La falciformation prédispose les érythrocytes à une hémolyse précoce (MPIANA et al, 2008).

Les pertes en vies humaines dans le monde dues à la drépanocytose sont estimées à environ 5 millions de personnes par an. Dans certaines régions d'Afrique, les porteurs du trait drépanocytaire représentent jusqu'à 20% de la population avec une prévalence en Afrique centrale de 25 à 30% (MPIANA et al, 2007-2010).

Deux pourcents de la population congolaise sont touchés par cette maladie, soit plus d'un million de personnes. Du point de vue génétique, il s'agit d'une maladie létale car très peu d'individus atteignent l'âge de la reproduction (MPIANA et al, 2010).

En effet, 80% d'enfants anémiques non suivis médicalement meurent avant leur cinquième anniversaire (MPIANA et al, 2007a- 2010). Plusieurs modes de traitement ont été envisagés en vue de soulager les malades.

Il s'agit entre autre de la greffe médullaire allogénique, de la génothérapie, de la transfusion sanguine répétée, ou la prise de l'hydroxyurée, une molécule qui remettrait en activité les gènes de l'hémoglobine foetale (l'HbF) dont la présence dans l'érythrocyte interfère avec la polymérisation de l'HbS.

Cependant, il s'avère que ces traitements sont non seulement très onéreux ou cytotoxiques, mais ils peuvent également constituer un risque certain d'infection au VIH quand l'on sait qu'il n'existe pas encore des laboratoires spécialisés pour la traçabilité des produits sanguins en milieux ruraux africains (MPIANA et al ,2007b ; MPIANA et al, 2007c).

Ainsi, la phytothérapie se présente actuellement comme une alternative pouvant offrir un soulagement aux anémiques (MPIANA et al, 2010).

En effet, les substances naturelles constituent une source éventuelle de nouveaux types de médicaments pouvant lutter contre plusieurs maladies en général et contre l'anémie falciforme en particulier.

Au Cameroun, le professeur ETAME a mis sur le marché un phytomédicament destiné aux drépanocytaires « Itémadya » qui se présente sous forme d'un sirop (ETAME, 2007).

Depuis quelques années, l'équipe de recherche du professeur MPIANA PT a inventorié et a évalué l'activité antifalcémiante de quelques plantes utilisées contre la drépanocytose en médecine traditionnelle congolaise à Kinshasa, à Kisangani et à Lubumbashi par les tradipraticiens. Plusieurs d'entre elles ont montré une activité antifalcémiante in vitro (MPIANA et al 2007a ; MPIANA et al, 2008 ; MPIANA et al, 2010).

Cette équipe a également démontré que cette activité serait due aux anthocyanes (Mpiana et al 2007 - 2010).

C'est ainsi que nous nous sommes proposés dans ce travail :

Ø d'extraire les anthocyanes des bulbes d'Hypoxis angustifolia et des feuilles d'Ipomoea batatas ; 

Ø de tester in vitro leur activité antifalcémiante ;

Ø d'évaluer la stabilité de ces anthocyanes vis à vis de :

o la lumière ;

o la température ; et,

o le pH.

L'intérêt de ce travail réside dans le fait qu'il contribuera à promouvoir l'utilisation des plantes médicinales locales pour les soins contre cette grave maladie.

Comme, 54 % des territoires de la République Démocratique du Congo sont couverts par la forêt tropicale, cela fait de ce pays un réservoir des plantes médicinales et de la biodiversité (www.greenpeace.org, 2012).

Outre l'introduction et la conclusion, ce travail comprend trois chapitres. Le premier chapitre traite des généralités sur : le sang ; la drépanocytose ; les plantes médicinales ; et les anthocyanes. Le deuxième chapitre décrit les matériels et méthodes utilisés, tandis que le troisième chapitre présente les résultats obtenus, leurs interprétations ainsi que leurs discussions.

Chapitre I

LES GENERALITES

I.1. LE SANG

I.1.1.Définition

Le sang est un liquide rouge, visqueux circulant dans les artères et les veines sous l'action de la pompe cardiaque. Il est plus dense que l'eau (d=1,05), possède une saveur salée et un pH voisin de la neutralité (pH=7,40 #177; 0,02). En moyenne, le corps humain contient cinq à six litres de sang, chaque jour plus de 100 000 battements du coeur propulsent celui-ci à travers tous nos vaisseaux sanguins (SCHALFFER et al 2004).

I.1.2. Composition et fonction du sang

Le sang est composé d'un liquide jaunâtre appelé plasma, dans lequel baignent des millions de cellules, notamment les globules rouges (érythrocytes) qui lui donnent sa couleur, les globules blancs (leucocytes) et des plaquettes (thrombocytes).

Il contient également des sels minéraux (Na⁺, K⁺, Ca²⁺, CO₃^2- ou HCO₃^-), des protéines (albumine, globuline,...), des substances organiques (glucose, hormones, enzymes, lipides, des aminoacides) mais aussi des résidus (urée et créatine).

Le sang assume de nombreuses fonctions qui sont toutes liées de près ou de loin au transport de substances, à la régulation de certaines caractéristiques physiques du milieu interne et à la protection de l'organisme (Encarta, 2009).

I.1.3. Les globules rouges

Les globules rouges sont des cellules sanguines de loin plus nombreuses, en forme biconcave mesurant approximativement 7,5um de diamètre. Ils sont produits par la moelle osseuse avec une durée de vie moyenne de 120 jours puis dégradés et éliminés par la rate. Chez l'homme et chez la plus part des mammifères, les globules rouges sont dépourvus de noyau cellulaire, caractéristique qui les rendent très bien adaptés au transport de l'oxygène. Cette fonction est possible grâce aux molécules d'hémoglobine qu'ils contiennent (ELAINE T. MARIEB, 1999).

I.1.4. Hémoglobine

I.1.4.1. Présentation et fonction (SCHALFFER et al, 2004)

L'hémoglobine (Hb) est une protéine majoritaire des globules rouges. La molécule d'hémoglobine est faite de l'assemblage de 4 chaînes polypeptidiques formant ainsi une structure appelée tétramère. 

Dans chaque tétramère de l'hémoglobine, on trouve deux chaînes á constituées de 141 acides aminés et deux chaînes â constituées de 146 acides aminés et sont intimement liées à une molécule de l'hème.

Chaque chaîne de l'hémoglobine est elle-même constituée d'une partie protéique appelée globine et d'une autre partie non protéique appelée l'hème. Cette dernière renferme un atome de fer ferreux (Fe⁺⁺) dont le rôle dans la fixation de l'oxygène est primordial (on dit que l'oxygène est ligand de fer).

En tant que pigment principal du sang, l'hémoglobine est idéalement adaptée à la fixation, au transport et la délivrance de l'oxygène au niveau tissulaire. Elle transporte de l'oxygène des poumons aux tissus périphériques où elle prend en charge une partie du dioxyde de carbone pour la ramener aux poumons.

I.1.4.2. Types d'hémoglobines (SCHALFFER & al, 2004)

Il existe deux types d'hémoglobines :

1° Les hémoglobines normales

A° les hémoglobines embryonnaires et foetales

L'hémoglobine foetale (HbF), détectable à partir de la cinquième semaine après la conception, est le constituant hémoglobinique principal de la vie. Cette hémoglobine est synthétisée au niveau du foie et de la rate dès le premier stade de la gestation. En outre les embryons et les foetus ont des hémoglobines différentes. Peu après la conception, des embryons synthétisent des chaînes î (de la même famille que les chaînes á) et les chaînes å (de la même famille que les chaînes â), ils sont donc de la forme î₂å₂. Au cours du développement î est remplacé par á et å par â.

B° l'hémoglobine adulte (HbA)

L'hémoglobine A représente plus de 95% de la totalité des hémoglobines. Il existe en outre un constituant mineur de l'hémoglobine A₂, dont la synthèse débute dans la période néo-natale et qui est exprimé à un taux d'environ 2,5%. Les hémoglobines (HbA et A₂) sont synthétisées au niveau de la moelle osseuse.

2° Les hémoglobines pathologiques ou Hb anormales

Ces Hb diffèrent de l'Hb A normale, soit par des anomalies dans la répartition des chaînes (on connait des Hb ayant 4 chaînes á ou 4 chaînes â), soit des anomalies dans la séquence de la chaîne á ou de la chaîne â.

C'est le cas de l'hémoglobine S (Hb S) où l'acide glutamique normalement présent en position 6 de la chaîne â est remplacé par la valine, cette unique différence suffit à altérer les propriétés physiologiques de l'hémoglobine.

I.2. LA DREPANOCYTOSE

I.2.1. Définition (Anonyme, 2012 ; MPIANA et al, 2008)

La drépanocytose est une maladie héréditaire et génétique du sang dans laquelle l'hémoglobine A normale est remplacée par l'hémoglobine S drépanocytaire. Le globule rouge atteint prend la forme d'une feuille de houx, de faucille et se solidifie.

La transmission se fait sur le mode autosomique récessif. C'est-à-dire que les deux exemplaires du même gène (un de chaque parent) doivent être porteurs de l'anomalie pour que la maladie s'exprime. Dans ce cas, les parents ne sont généralement pas affectés par la drépanocytose, mais ils sont porteurs du trait et possèdent un gène normal qui compense le gène muté.

Si l'on dispose du statut AA : il n'ya pas de risques. Si l'on dispose du statut A/S (que l'on décèle par un test simple : le test d'Emmel), l'individu n'est pas malade mais porteur. Si deux porteurs conçoivent un enfant, celui-ci sera soit AA, AS ou SS. L'enfant aura un risque sur quatre d'être drépanocytaire. Le schéma ci-dessous représente le mode transmission de la drépanocytose.

Schéma I-1 : Mode de transmission de la drépanocytose.

I.2.2. Base moléculaire de la drépanocytose

Au niveau moléculaire il s'agit d'une mutation ponctuelle entrainée par la substitution, sur la chaine â de la globine en position 6, d'un acide glutamique (chargé négativement) par la valine (neutre). Cette mutation diminue l'affinité de l'hémoglobine pour l'oxygène et réduit sensiblement la solubilité de l'hémoglobine S dans sa forme non oxygénée (désoxy HbS). Ainsi, lorsque la pression partielle en oxygène baisse, l'hémoglobine S devient très peu soluble. Elle se polymérise avec d'autres molécules de l'hémoglobine S et cristallise dans le globule rouge qui se déforme alors en faucille. La falciformation prédispose les érythrocytes à une hémolyse précoce (MPIANA et al, 2008).

I.2.3. Symptômes de la drépanocytose (MPIANA et al, 2007a- 2010).

L'affection se signale chez le nourrisson mais n'est d'ordinaire pas manifestée à la naissance parce que les globules rouges du nouveau-né contiennent encore 50-90% d'hémoglobine foetale. Les symptômes de cette maladie peuvent apparaître dès l'âge de six mois

Les manifestations aigues habituelles de la drépanocytose sont de trois ordres :

§ Anémie hémolytique : les globules rouges des drépanocytaires sont de forme anormale. Celles-ci prennent une forme de faucille, et sont arrêtées par le filtre que représente la rate, où elles sont détruites. Cette destruction entraine une baisse du nombre d'hématie et donc une anémie régénérative ;

§ Infections : elles sont fréquentes chez les drépanocytaires, surtout les infections à pneumocoques chez les jeunes enfants.

§ Crise vaso-occlusives : des caillots bouchent un certain nombre d'artères, entrainant des douleurs intenses et brutales dans certaines parties du corps (les hanches, pieds, abdomens) les crises peuvent être très douloureuses.

Les manifestations chroniques de la drépanocytose associent un retard de taille et de poids ainsi que des déficits nutritionnels.

I.2.4. Dépistage

Il existe deux tests de dépistage notamment : le test de présomption et le test de confirmation.

§ Test de présomption :

L'observation au microscope, du sang frais placé entre lame et lamelle, avec ou sans addition d'un réducteur. A cet effet les globules rouge de l'homozygote prennent la forme en faucilles.

§ Test de confirmation :

L'électrophorèse de l'hémolysât de globules rouges qui montre chez l'homozygote, une bande unique d'une hémoglobine migrant anormalement lentement et chez l'hétérozygote la présence de deux bandes d'hémoglobine dont la plus rapide est l'hémoglobine A et l'autre l'hémoglobine S.

I.2.5. Traitements 

1° Greffe de la moelle osseuse

Les hématies sont produites à partir de cellules souches dans la moelle osseuse. En détruisant la moelle osseuse des malades et en la remplaçant par celle d'un donneur compatible, il y a possibilité d'obtenir une guérison. Environ 200 greffes ont été réalisées dans le monde chez des drépanocytaires permettant d'obtenir la guérison dans 85 % de cas. Il faut cependant un donneur apparenté le plus proche possible : un frère ou une soeur ; il y a la possibilité pour les parents de recourir à une fécondation in vitro. Cette voie de traitement du bébé médicalement est très encadrée par les lois de la bioéthique. Signalons que ce traitement est utilisé en médecine orthodoxe.

2° Phytothérapie

L'impact positif des plantes médicinales dans le traitement de la drépanocytose n'est plus à démontrer à l'heure actuelle. En effet, au Nigeria l'équipe de recherche du Professeur SOFOWORA a extrait de Fagara zanthoxyloïdes les principes actifs responsables de l'action anti drépanocytaire, il s'agit de l'acide hydroxyl méthoxy benzoïque et du Zanthoxylol (SOFOWORA, 1975).

Au Bénin quelques chercheurs ont mis au point le VK500 qui est un médicament sous forme des gélules issues d'un mélange des plantes (GALACTEROS, 2005).

En République Démocratique du Congo au laboratoire des substances naturelles et chimie médicinale du département de chimie, les investigations phytochimiques de l'équipe de recherche du professeur MPIANA de l'université de Kinshasa a confirmé l'activité antifalcémiante de plus de 60 plantes Congolaises. Cette activité serait due aux anthocyanes (MPIANA et al, 2007a, b, c et d ; MPIANA et al, 2008a, b, c ; MPIANA et al 2009, MPIANA et al, 2010).

3° Préventions (MPIANA et al 2010)

Boire fréquemment de l'eau environ 3 litres d'eau par jour ; veiller à ne pas manquer l'oxygène donc éviter les endroits mal aérés notamment les altitudes de plus de 1500 m ; se donner et respecter une bonne hygiène de vie ; éviter tout ce qui peut ralentir ou bloquer la circulation du sang (pas de vêtements trop serrés).

I.3. LES PLANTES MEDICINALES

I.3.1. Définition

Les plantes médicinales sont des plantes qui contiennent une ou plusieurs substances ou vertus pouvant être utilisées à des fins thérapeutiques. La macération, l'infusion et la décoction sont des modes d'extraction pour la préparation des produits destinés à la phytothérapie (MPIANA et al, 2007a-2010).

I.3.2. Quelques groupes chimiques des plantes médicinales

Les grands groupes des substances naturelles comprennent les glucides, les lipides, les acides aminés, les enzymes et les acides organiques.

Toutes ces substances sont considérées comme des métabolites primaires parce qu'elles interviennent dans la croissance et le développement des plantes. Par contre les composés phénoliques notamment les tanins, les flavonoïdes dont les anthocyanes, les terpènes, les stéroïdes, les alcaloïdes et les antibiotiques sont considérés comme des métabolites secondaires. En effet, tous ces composés n'interviennent pas dans la croissance et le développement des plantes.

I.3.3. Position systématique et description botanique des plantes utilisées.

1°Hypoxis angustifolia

Ø Position systématique

Règne : Végétal ;

Classe : Dicotylédones ;

Ordre : Liliales ;

Famille : Hypoxidaceae ;

Genre : Hypoxis ;

Espèce : Hypoxis angustifolia.

Noms vernaculaires

Kikongo (RDC) :.Nidioko dingumbi ;

Lingala (RDC) : Litungulu ya zamba.

Ø Brève description

C'est un arbuste de 15 à 16 m de haut, couvert de poiles blancs corne subcylindrique de 5-4 cm de long et 1-3 cm de diamètre. Fleurs nombreuses, inflorescences linéaires de 12-55 cm de long et 1-5 cm de large. 2 à 4 cm de fleurs solitaires de 8 à 40 cm de long ; bractées de 4 à 16 mm de long. Graines globuleuses de 1mm de diamètre. Feuilles relictes, linéaires à bractée de 4 cm/2 cm, fleurs blanchâtres. Bulbe de 4 cm rouge, hampes de 10 cm.

Figure I-1: Hypoxis angustifolia Lam.

Ø Usages médicaux traditionnels et distribution géographiques :

Les bulbes pilés sont utilisés comme suppositoire contre les hémorroïdes. Les bulbes seraient aussi toxiques pour le bétail.

Habitat : prairie et steppes, le plus souvent dans les régions marécageuses. Les extraits totaux aqueux et éthanoliques des bulbes de l'Hypoxis angustifolia possèdent une activité antifalcémiante in vitro (MPIANA et al, 2007)

2° Ipomoea batatas

Ø Position systématique

Règne : Végétal ;

Sous-règne : Tracheobionta ;

Classe : Magnoliospida ;

Sous-classe : Asteridae ;

Ordre : Solanales ;

Famille : Convolvulacéae ;

Genre : Ipomoea ;

Espèce : Ipomoea batatas (feuilles de patate douce).

Nom vernaculaire:

Lingala : Matembele ya Mbala. 

Ø Brève description

C'est une plante vivace à tiges rampantes pouvant atteindre 2,5 à 3 m de long. Les feuilles alternes sont entières, au pétiole relativement long et au limbe de forme variable à bord sinué ou denté ou bien lobé, formant 5 à 7 lobes aigus, à nervation palmée.

Les fleurs à corolle soudée, de couleur violette ou blanche, sont très semblables à celles du liseron qui appartient au même genre. Elles apparaissent à l'aisselle des feuilles, isolées ou groupées en cymes de quelques fleurs. La fructification de cette plante est très rarement observée en culture.

Elle produit des tubercules de forme plus ou moins allongée, voir arrondie, à la peau fine. Suivant la variété, la couleur de la peau du tubercule va du blanc au jaune, à l'orange ou au violet. Le tubercule est très riche en amidon ; sa saveur sucrée et sa texture farineuse rappellent un peu celles de la châtaigne.

Figure I-2: feuilles de patate douce (Ipomoea batatas).

Ø Usages et culture

La patate douce est cultivable même sur les sols pauvres, mais elle préfère un sol profond, frais et riche en humus. Ce genre comprend des milliers de variétés. Elle est cultivée pour son tubercule qui contient de la fécule et des glucides donnant une saveur sucrée, riche en vitamine A, E et C. Selon la variété, la chaire peut être blanche, jaune ou orange. Elle est la base de l'alimentation dans certains pays, les feuilles riches en protéines sont également consommés comme épinards, ou utilisées comme fourrage.

La patate douce est consommée bouillie, frite ou braisée, elle est utilisée pour la fabrication de fécules, de sirop ou d'alcool.

I.4. LES ANTHOCYANES

I.4.1. Définition

Les anthocyanes sont des pigments hydrosolubles qui colorent les plantes en bleu, rouge, mauve, rose ou orange. Ils appartiennent à la famille des molécules appelées poly phénols (flavonoïdes) (MALIEN, 2004).

I.4.2. Localisation et biosynthèse des anthocyanes

A l'origine de la couleur des fleurs, des fruits et des baies rouges ou bleues, ils sont généralement localisés dans les vacuoles des cellules épidermiques, qui sont des véritables poches remplies d'eau.

Si la coloration des fleurs et des fruits est leur rôle le plus connu, on trouve également les anthocyanes dans les racines, tiges, feuilles et graines.

Les anthocyanes sont des pigments présents uniquement dans le cytoplasme des plantes terrestres mais absents dans les plantes aquatiques et chez les animaux.

Les flavan-3,-4-cis diol ou leucocyanidines sont les précurseurs de la biosynthèse des anthocyanes. Cependant, les mécanismes et les enzymes impliqués dans cette biosynthèse ne sont à ce jour pas totalement connus (MALIEN, 2004).

I.4.3.Constituants chimiques des anthocyanes

Très largement distribués dans la nature, ces pigments existent toujours sous la forme d'hétérosides. Les anthocyanosides, les génines correspondants (les anthocyanidols) sont des dérivés du noyau flavylium (2-phényl-benzopyrilium). Ces derniers sont des substances glucidiques qui peuvent être décomposées par hydrolyse. Tous les anthocyanidols ont un hydroxyle en position 3 et les plus répandus d'entre eux sont di ou tri substitués sur le noyau B par les groupes hydroxyle et methoxyle (-OH, -OCH₃) (MALIEN, 2004).

Habituellement les positions 5, 7 et 4' sont substituées par des hydroxyles phénoliques libres, indispensables à la formation des formes quinonoïdes.

La molécule d'anthocyane est constituée de trois portions à savoir :

1° Le noyau flavylium (le chromophore)

Il constitue la molécule de base qui est le cation flavylium appelé également 2-phényl-1-benzopyrilium. La charge positive est habituellement localisée sur l'atome d'oxygène. Cette notation oxonium n'est qu'une convention d'écriture car, en réalité la charge positive est délocalisée sur la structure entière (ONYAMBOKO, 2012)

Figure 1-3: structure du cation flavylium ou 2-phényl-1-benzopyrilium

2° Les sucres

Les anthocyanes sont souvent glucosylés, le plus souvent en position 3 et 5, et les sucres les plus fréquents sont monosaccharides : glucose, galactose, rhamanose et arabinose et/ou des di et tri saccharides formés par combinaison de monosaccharides cités ci-haut.

Dans la nature tous les groupes hydroxyles d'un anthocyane ne sont pas glucosylés, un groupe hydroxyle libre étant nécessaire pour générer toutes les gammes des couleurs responsables de pigmentation de fleurs et de fruits.

3° Les acides acylés

Les sucres à leur tour peuvent être acylés par les acides : l'acide para- coumarique, l'acide caféique, l'acide ferulique, l'acide cinnamique ou encore l'acide malonique.

I.4.4.Propriétés physico-chimiques

Comme tous les flavonoïdes, les anthocyanes possèdent deux bandes caractéristiques d'absorption dans le domaine U.V-Visible (MARKHAM K. R., 1982). Le tableau ci-dessous donne les bandes d'absorption d'anthocyanes dans l'U.V-Visible.

Tableau I-1: bandes caractéristiques d'absorption d'anthocyanes dans le domaine U.V-Visible.

Bande I (UV)	Bande II (Visible)
270-280 nm	465-560 nm

Les pigments d'anthocyanes sont solubles dans l'eau, les alcools et instables en milieu neutre ou alcalin.

Ces pigments sont sensibles à plusieurs paramètres physico-chimiques tels que : la température, la lumière et le pH ainsi qu'aux oxydations enzymatiques, etc.

Si les pigments anthocyaniques sont protégés naturellement dans leur environnement cellulaire végétal, une fois extraits, ils deviennent très instables.

Les anthocyanes ou anthocyanines sont aussi connues pour leurs propriétés anti-oxydantes, favorables à la santé et notamment contre le vieillissement cellulaire en améliorant l'élasticité et la densité de la peau (MPIANA et al, 2010).

I.4.5. Réactivité des anthocyanes, effet de pH

Le premier facteur agissant sur le changement de couleur d'un anthocyane donné est l'effet de pH. La variation de structure de l'anthocyane en fonction du pH est une particularité de ces molécules.

Dans la solution aqueuse d'anthocyane à pH très acide, ces molécules ont une coloration qui décroît quand le pH augmente vers la neutralité. Ces changements de couleur sont dus à des équilibres chimiques entre différentes formes que peut prendre l'anthocyane.

L'étude cinétique de ces équilibres par le professeur Brouillard a permis d'établir le mécanisme suivant:

Schéma I-2 : l'effet de pH sur la réactivité des anthocyanes.

Le passage d'une forme à l'autre fait intervenir plusieurs types d'équilibres chimiques réversibles (R. BROUILLARD, 1977).

I.4.6. Les réactions de transfert de protons

Ce sont des équilibres acido-basiques, très rapides (temps de relaxation de l'ordre de la microseconde), qui transforment le cation flavylium AH₂⁺ en bases quinoniques AH par perte de proton. La réaction n'est possible qu'en présence d'un groupement hydroxyle libre en position 4', 5 ou 7.

Ces bases quinoniques sont thermodynamiquement instables, et se transforment en hémiacétal et en chalcone par l'intermédiaire de la forme AH₂⁺.

En présence d'un deuxième groupement hydroxyle, une deuxième déprotonation est possible, conduisant aux bases quinoniques ionisées A^-. Les transferts de protons sont conditionnés par le pH (les formes tautomères AH prédominent à des pH compris entre 3,5 et 6,0 et les formes tautomères A^- apparaissent à des pH supérieurs à 6,0 (R. BROUILLARD, 1977).

Chapitre II

MATERIELS ET METHODES

II.1.Récolte et conditionnement du matériel végétal

Le matériel végétal constitué des bulbes d'Hypoxis angustifolia a été récolté à SANGA MAMBA dans la commune de NGALIEMA et celui des feuilles d'Ipomoea batatas a été récolté à MATADI MAYO dans la commune de Mont NGAFULA.

Ces échantillons récoltés ont été identifiés à l'herbarium de l'institut national des études et recherches agronomiques (INERA) situé au département de biologie à la faculté des sciences de l'université de Kinshasa.

Les échantillons ont été séchés à la température du laboratoire à #177;27°C pendant deux semaines puis pulvérisés au broyeur de marque Warning commercial (Moulinex).

II.2.Screening chimique

Dix grammes de poudre sont macérés dans 100 ml d'eau distillée pendant 24 heures, puis filtrés. Le filtrat constitue l'extrait aqueux.

Dix gramme de poudre sont macérées dans 50 ml de méthanol pendant 24 heures. Après filtration on recueille un filtrat organique.

II.3. Extraction des anthocyanes

Pour extraire les anthocyanes, nous avons pesé séparément 100 g de poudre à l'aide d'une balance dans chacun des deux échantillons que nous avons ensuite macéré dans 500ml de méthanol acidifié à 1% avec HCl pendant 48heures à la température ambiante. Les macérés obtenus ont été filtrés plusieurs fois puis delipidés au du n-hexane et les extraits anthocyaniques obtenus ont été séché à l'étuve à 40°C pendant 48 heures. Le schéma II-1 suivant donne la procédure d'extraction des anthocyanes.

Poudre des feuilles d'Ipomoea batatas ou d'Hypoxis angustifolia

Macération dans le méthanol acidifié (HCl 1%) pendant 48 heures

Filtration plusieurs fois avec des papiers filtres

Filtrat

Marc à écarter

Concentration du filtrat à l'évaporateur rotatif

Délipidation dans le n-hexane

Phase n-hexanique à écarter

Phase méthanolique

Séchage du concentré à l'étuve à 40°C

Extrait d'anthocyanes

Schéma II-1 : Schéma d'extraction des anthocyanes

II.4. Activité biologique

Les solutions d'extraits totaux (1mg/ml) sont préparées en dissolvants 5mg d'extraits totaux dans 5 ml d'eau physiologique (NaCl 0,9%).

Pour chaque solution d'extraits, on confectionne les préparations microscopiques en mélangeant respectivement une goutte de sang, une goutte de méta-bisulfite de sodium (Na₂S₂O₅) à 2% et une goutte de la solution de drogue.

Cette préparation est recouverte par une lamelle, et les bords des lamelles sont enduits avec de la paraffine en surfusion en vue de créer les conditions d'hypoxies (MPIANA et al, 2007a, 2007b  MPIANA et al, 2010b, 2010c, 2010d).

Après incubation, les différentes préparations sont examinées au microscope optique de marque L1200B, au grossissement 40X puis digitalisées à l'aide d'un appareil photographique de marque SAMSUNG/6.O MEGA PIXELS.

II.5. Spectroscopie UV-VISIBLE

On exprime l'absorbance par la loi de Lambert-Beer par : A= ålc

Où å est le coefficient d'extinction molaire.

Les mesures d'absorbance effectuées ont été tirées d'un spectrophotomètre de marque GENESY 20 thermo Spectrum.

II.5.1. Evaluation de la stabilité photochimique et thermique

1° Principe de la méthode

Les essais de stabilités photochimiques et thermiques sont respectivement réalisés en exposant les extraits au rayonnement UV et la chaleur. Lors de la dégradation, la molécule passe de l'état natif (forme naturelle) à l'état dégradé (structure décomposée).

Cette décomposition de la molécule a pour conséquence la modification de la composition du milieu et de ses propriétés physico-chimiques, notamment son absorption.

Les anthocyanes sont des molécules facilement modifiables par des paramètres physico-chimiques. La modification de l'absorption par la solution des anthocyanes est exploitée en spectrophotométrie UV-Visible pour étudier sa dégradation.

Mode opératoire

Ø Préparer 5 mg/ml de la solution aqueuse des extraits d'anthocyanes et le placer dans les tubes à essai.

Ø Exposer à la lumière UV (365 nm) à différentes longueurs d'ondes pendant des intervalles des temps différents ou à l'étuve MEMMERT à différentes températures la solution préparée.

Ø Après les traitements de la solution, mesurer les absorbances pour chaque solution traitée.

2° Modèle théorique de la cinétique de dégradation thermique des anthocyanes

La dégradation des anthocyanes, sous l'action de la chaleur, peut être considérée comme une réaction chimique au cours de laquelle une molécule d'anthocyane A est décomposée irréversiblement, en une ou plusieurs molécules désignées par B selon le schéma suivant :

(II-1)

Où k est la constante de vitesse.

La réaction de la dégradation est une réaction de décomposition. Elle est d'ordre 1 et son équation de vitesse est donnée par :

(II-2)

Où C_A, k et t sont respectivement la concentration de A, la constante de vitesse et le temps de dégradation. En résolvant cette équation différentielle on obtient :

(II-3)

Avec la concentration initiale de A.

A la longueur d'onde où seule l'espèce A absorbe, l'équation de Lambert-Beer s'écrit :

(II-4)

Alors

(II-5)

et (II-6)

La combinaison des équations (II-3), (II-4), (II-5) et (II-6) donne :

(II-7)

E

O

t

E_o

(II-8)

Figure II-1: Evolution de E en fonction de temps d'exposition à la chaleur selon la relation II-8

Mais il se peut que le produit de dégradation absorbe également à la même longueur d'onde que A. Dans ce cas, l'équation de Lambert-Beer peut s'écrire

(II-9)

(II-10)

où

(II-11)

(II-12)

où

on peut écrire

avec

(II-13)

où

(II-14)

Tenant de (14), l'équation (3) devient

(II-15)

où

(II-16)

ou encore

(II-17)

E

O

t

_A > _B

E

O

t

_B > _A

L'évolution de E en fonction du temps donne les figures suivantes :

II.5.2. Evaluation de l'effet du pH

Pour évaluer l'effet de pH sur la stabilité des anthocyanes, environ 100 ml de la solution anthocyanique sont repartis dans deux béchers à raison de 50 ml par bécher. Le premier bécher sert d'addition acide et le second d'addition basique. Pour l'addition acide nous avons utilisé la solution HCl 1M et NaOH 1M pour l'addition basique.

Dans chaque bécher nous avons ajouté goutte à goutte l'acide ou la base jusqu'à environ 2 ml dans chaque bécher. Les valeurs exactes de pH sont mesurées à l'ajout de chaque goutte à l'aide d'un pH-mètre de marque pH ep⁺/HANNA en vue de connaitre la valeur de pH obtenue.

A chaque valeur de pH nous avons pris le spectre visible en vue d'étudier l'effet de pH sur la stabilité des anthocyanes.

Chapitre III

RESULTATS ET DISCUSSIONS

III.1. Résultats du screening chimiques

Les résultats du screening chimique sont résumés dans le tableau III-1 suivant.

Tableau III-1 : résultats du screening chimiques de nos deux matériels végétaux.

Groupes chimiques recherchés	Réactifs utilisés	Observations	Résultats
			H.angustifolia	I. batatas
Alcaloïdes	DRAGGENDOFF	Apparition d'un composé orangé à rouge	Positif	négatif
Composés phénoliques	BURTON	Coloration bleue intense	Positif	Positif
Anthocyanes	HCl 20%	A froid, la solution vire au rose et à chaud, il se développe une coloration rouge violacée.	Positif	Positif
Flavonoïdes	SHINODA, Mg et alcool isoamylique.	Formation d'un film mince dans la couche surnageant de coloration orangée.	Positif	Positif
Leuco anthocyanes	SHINODA et alcool isoamylique.	Le surnageant vire au rose foncée.	Négatif	Positif
Quinones dans la phase aqueuse	BORNTRÄGGER	Formation d'un complexe mauve	Positif	Positif
Quinones dans la phase organiques	BORNTRÄGGER	Apparition d'une coloration allant de l'orange à rouge vif.	Positif	positif
Tanins	FeCl3 2%	Apparition d'une coloration verdâtre.	Négatif	Positif
Saponines	Test de mousse	Formation d'une mousse persistante.	Positif	Positif
Triterpenoïdes	LIEBERMANN	Apparition d'une coloration violète.	Positif	Négatif
Diterpénoïdes	H2SO4	Apparition d'une coloration mauve.	Positif	Négatif
Stéroïdes	LIEBERMANN	Apparition d'une coloration verte	Négatif	Positif
Coumarines	Lampe UV	Une fluorescence	Négatif	Positif

Il ressort du tableau III-1 que les bulbes d'Hypoxis angustifolia contiennent des alcaloïdes ; des quinones, des saponines, des triterpenoïdes ; des composés phénoliques (des anthocyanes, des flavonoïdes, des tanins) et l'on note l'absence totale des leuco anthocyanes, des stéroïdes et des coumarines alors que les feuilles de Ipomoea batatas contiennent alcaloïdes ; des coumarines ; des stéroïdes ; des composés phénoliques(des anthocyanes, des flavonoïdes, des leuco-anthocyanes) et l'on note l'absence totale des diterpenoïdes et des triterpenoïdes.

La présence des anthocyanes dans les deux plantes est une indication très intéressante. En effet MPIANA et ses collaborateurs ont récemment démontré (2007 à 2010) que l'activité antifalcémiante de quelque plantes congolaises serait due aux anthocyanes, c'est pourquoi nous avons extrait et évalué l'effet des anthocyanes sur la morphologie des drépanocytes en condition d'hypoxie.

III.2. Rendement de l'extraction

De 100 g de poudre d'Ipomoea batatas nous avons obtenus 9,02 g d'extrais totaux d'anthocyanes sous une forme pâteuse soit un rendement de 9,02% et de 100 g de poudre d'Hypoxis angustifolia nous avons obtenus 5,05 g d'extraits totaux d'anthocyanes sous une forme pâteuse soit un rendement de 5,05%. Le méthanol acidifié permet d'améliorer le rendement d'extraction des anthocyanes.

III.3. Effet des extraits d'anthocyanes sur la morphologie des drépanocytes

L'effet antifalcémiante des extraits totaux a été évalué grâce au test d'Emmel. Les figures 1, 2, 3 et 4 donnent les micrographies optiques des érythrocytes falciformes avant et après traitement aux extraits totaux d'anthocyanes.

Figure III-1 : Morphologie des drépanocytes du sang témoin

Figure III- 2 : Morphologie des drépanocytes traités aux anthocyanes d'I. batata (1mg/ml)

Figure III- 3 : Morphologie des drépanocytes du sang témoin

Figure III- 4 : Morphologie des drépanocytes traités aux anthocyanes d'H. angustifolia (1mg/ml)

Il ressort des figures III-1 et III- 3 que la majorité des érythrocytes ont une forme falciforme confirmant que l'échantillon est effectivement un sang SS.

Les figures III-2 et III-4 montrent qu'après traitement, la quasi-totalité des érythrocytes reprennent la forme normale biconcave. En effet, la modification de la forme des globules rouges du sang SS est due essentiellement à la polymérisation de la désoxy HbS.

Les anthocyanes, connues pour leur interaction avec les protéines provoqueraient une réaction compétitive avec la réaction de polymérisation.

Ce qui aurait pour conséquence le rétablissement de la forme normale des globules rouges. Ces résultats confirment ceux déjà obtenus avec les anthocyanes extraits d'autres plantes utilisées en médecine traditionnelle congolaise contre la drépanocytose (MPIANA et al, 2007a, b, c et d ; MPIANA et al, 2008a, b, c ; MPIANA et al 2009, MPIANA et al 2010).

III.4. Spectres Visible des extraits d'anthocyanes

Les figures ci-dessous donnent les spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes de deux plantes en solution aqueuse.

Figure III-5 : Spectre visible d'extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia.

Figure III-6 : Spectre visible d'extraits totaux d'anthocyanes d'Ipomoea batatas.

Il ressort dans ces figures que les extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia présentent une absorption maximale autour de 520 nm tandis que les extraits totaux d'anthocyanes d'Ipomoea batatas présentent une bande d'absorption maximale autour de 525 nm. Il est en effet connu que dans le domaine du visible les anthocyanes donnent une bande comprise entre 465-560nm. Cette bande serait due aux transitions ð ?ð* du noyau flavylium (K. R. MARKHAM, 1982). Ces résultats montrent donc que les anthocyanes extraits de deux plantes donnent des spectres conformes à ceux de la littérature. Ce qui confirme que les extraits étudiés renferment des anthocyanes.

III.5. Effet de la lumière sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et Ipomoea batatas

Etant donné que les bulbes d'Hypoxis angustifolia et les feuilles d'Ipomoea batatas sont généralement exposées au soleil après récolte, nous avons voulu, également dans ce travail, évaluer l'influence de la lumière sur la stabilité des anthocyanes extraits de ces deux plantes. Pour y parvenir, nous avons pris des spectres visibles à différents temps d'irradiation à la lampe UV. Les figures ci-dessous donnent les spectres des extraits totaux d'anthocyanes à différents temps d'irradiation.

Figures III-7 : Spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia avant et après irradiation à différents temps sous la lampe UV (à 366nm).

Figures III-8 : spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes d'Ipomoea batatas avant et après irradiation à différents temps sous la lampe UV (à 366nm).

Ces spectres montrent que l'exposition de la solution d'anthocyanes à la lampe UV à différents temps modifie les spectres des anthocyanes. Ces modifications spectrales indiquent l'instabilité des anthocyanes vis-à-vis de la lumière en général et de la lumière UV en particulier.

Il convient d'indiquer que la bande d'émission maximale de la lumière solaire étant autour de 630 nm (MPIANA et al, 2010), l'utilisation de la lumière UV (plus énergétique) permet de provoquer une dégradation accélérée des anthocyanes afin de simuler une probable exposition au soleil pendant une durée plus longue.

Il ressort en effet de ces figures que, plus le temps d'irradiation augmente, plus l'intensité de la bande caractéristique diminue. Ce qui montre que la lumière induit les modifications dans la structure des anthocyanes. Ces résultats confirment ceux de MPIANA et ses collaborateurs sur l'instabilité des anthocyanes extraits de plusieurs plantes utilisées contre la drépanocytose en médecine traditionnelle congolaise (MPIANA et al, 2009).

III.6. Effet de la chaleur sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et Ipomoea batatas

Les extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas ont été mis à l'étuve à différentes températures pendant des intervalles de temps bien déterminés afin de voir l'influence de la chaleur sur leur stabilité.

Les figures III-9 et III-10 ci-dessous donnent les spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes de ces deux plantes avant et après une heure de traitement thermique à différentes températures d'exposition à l'étuve.

Figure III-9 : Spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis Angustifolia différentes températures d'exposition pour un temps constant d'une heure

Figure III-10 : Spectres visibles des extraits totaux d'anthocyanes d'Ipomoea batatas à différentes température d'exposition pour un temps constant d'une heure.

Ces figures montrent les modifications spectrales quand on soumet les solutions d'anthocyanes à un traitement thermique aux températures de 27°C, 100°C et 120°C pour une durée d'une heure. En effet, pour une même concentration en anthocyanes, on remarque une baisse d'absorbance à la longueur d'onde maximale avec l'augmentation de la température. Pour les anthocyanes d'Hypoxis angustifolia on observe même un « red shift » puis finalement une disparition de la bande caractéristique. Ce qui traduit une forte sensibilité des anthocyanes vis-à-vis de la température.

Les spectres des figures III-9 et III-10 montrent clairement une dégradation des anthocyanes à la chaleur. C'est pourquoi il est nécessaire de conserver la solution d'anthocyanes à de faibles températures et d'éviter des traitements comme la décoction ou l'infusion pour les recettes en médecine traditionnelle. Il convient de noter que ce comportement a déjà été observé pour les anthocyanes extraits d'autres plantes (MPIANA et al, 2007a, b, c et d ; MPIANA et al, 2008a, b, c ; MPIANA et al 2009, MPIANA et al 2010).

Nous avons ensuite effectué une étude cinétique de la thermodégradation de ces anthocyanes c'est-à-dire suivre l'évolution de l'absorbance des extraits totaux d'anthocyanes en fonction du temps à température constante.

La longueur d'onde a été fixée à 520nm pour les extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et à 525nm pour les extraits d'anthocyanes d'Ipomoea batatas à différentes températures et à différents temps. Les températures de 100 et 120 °C soit 373 et 393 K ont été retenues pour cette étude cinétique. Les figures III-11, III-12, III-13 et III-14 donnent les courbes d'évolution de l'absorbance en fonction du temps pour les deux extraits anthocyaniques aux deux températures choisies.

Figure III-11 : Evolution de l'absorbance des extraits anthocyaniques d'Hypoxis angustifolia en fonction du temps de traitement thermique à 100°C à 520 nm.

Figure III-12 : Evolution de l'absorbance des extraits anthocyaniques d'Hypoxis angustifolia en fonction du temps de traitement thermique à 120°C à 520 nm.

Figure III-13 : Evolution de l'absorbance des extraits anthocyaniques d'Ipomoea batatas en fonction du temps de traitement thermique à 100°C à 525 nm.

Figure III-14 : Evolution de l'absorbance de la solution anthocyaniques d'Ipomoea batatas en fonction du temps de traitement thermique à 120°C à 525 nm.

Les figures III-11, III-12, III-13 et III-14 montrent une diminution de l'absorbance des extraits d'anthocyanes en fonction du temps de traitement thermique à 100°C (373 K) et 120°C (393K). La diminution est rapide au début et va en ralentissant quand le temps augmente. Cette diminution est plus prononcée à 120°C qu'à 100°C indiquant que la thermo dégradation est plus rapide à température élevée.

Ces courbes donnent la cinétique de thermodégradation pour les extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas à la longueur d'onde maximale et aux deux températures fixées. Les points sur les courbes représentent les points expérimentaux tandis les lignes représentent les courbes calculées en se basant sur le modèle théorique pour une cinétique de premier ordre où le réactif et le produit ont une certaine absorbance à la longueur d'onde de travail (voir équation II-17).

En effet, bien que les molécules d'anthocyanes n'ont pas été isolées afin de connaître leurs masses moléculaires pouvant nous permettre de calculer leurs concentrations ; leur cinétique de thermodégradation peut être obtenu en suivant tout simplement l'évolution de l'absorbance en fonction du temps. En effet, selon la loi de lambert-Beer, l'absorbance de ces solutions est directement liée à leur concentrations (MPIANA et al, 2010 ; MPIANA et al, 2009). Ce qui peut nous permettre d'évaluer les constantes de vitesse de thermodégradation de ces anthocyanes. Les valeurs des constantes de vitesse obtenues sont données dans le tableau suivant:

Tableau III-2 : Valeurs de constantes de vitesse de thermodégradation

Extrait d'anthocyane	Température (K)	Constante de vitesse ( s^-1)
Hypoxis angustifolia	373	26 10^-3
	393	38 10^-3
Ipomoea batatas	373	28 10^-3
	393	51 10^-3

Ces valeurs sont de même ordre de grandeur que celles obtenues pour la cinétique de dégradation des anthocyanes extraits d'autres plantes médicinales, notamment Justicia secunda soient 15,7. 10-3 s^-1 à 377 K et 16,7. 10^-3 s^-1 à 401 K (KASONGA, 2011). Mais elles sont légèrement supérieures à celles de Mpiana et ses collaborateurs pour les anthocyanes extraits de Ocimum basicum L. (3,04. 10^-4 s^-1 à 373 K) et de Annona senegalensis (8,7. 10^-4 s^-1 à 353 K et 11,0. 10^-3 s^-1 à 373 K) (MPIANA et al, 2010 ; MPIANA et al, 2011).

Il convient de noter que la thermodégradation des anthocyanes extraits des fruits comestibles est par exemple généralement étudiée pour simuler les conditions de préparation de différents jus. Selon Cisse et ses collaborateurs, la constante de thermodégradation des anthocyanes extraits des jus d'orange est de l'ordre de 1,6 10^-4 s^-1 et des anthocyanes des jus de roselle (H.sabdariffa L.) est quant à elle de l'ordre de 0.7 10^-4 s^-1. Pour les extraits totaux d'anthocyanes dont on ne connait pas encore la composition, les paramètres de l'anthocyane généralement majoritaire, la malvidine, sont utilisés dans les différents calculs (CISSE et al, 2009).

III.7. Effet du pH sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas

Pour évaluer l'effet de pH sur les extraits totaux d'anthocyanes nous, avons suivi l'évolution de l'absorbance en fonction du pH à une longueur d'onde fixe. Les deux longueurs d'onde d'absorption maximale ces deux extraits totaux d'anthocyanes ont été choisies comme longueur d'onde de travail.

Les figures ci-dessous montrent l'influence du pH sur la densité optique des extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas respectivement à 520 et 525 nm.

Figure III-15 : Evolution de l'absorbance en fonction du pH des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia à 520 nm.

Figure III- 16: Evolution de l'absorbance en fonction du pH des extraits d'anthocyanes d'Ipomoea batatas à 525 nm.

Il ressort clairement de ces figures que le pH modifie sensiblement l'absorption des extraits d'anthocyanes à ces deux longueurs d'onde d'absorption maximale. Cette modification des spectres d'absorption des anthocyanes extraits d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas indique l'influence de ce paramètre physico- chimique sur la stabilité des anthocyanes.

Ces courbes donnent l'allure des courbes de titrage d'un polyacide par une base. En effet, il est connu que les anthocyanes participent à plusieurs équilibres acido-basiques (R. BROUILLARD, 1977). En effet, le cation flavylium qui est le noyau de base d'anthocyanes peut être symbolisé par AH₂⁺. Il peut se transformer en bases quinoniques AH par perte de proton par une réaction très rapide avec un temps de réaction de l'ordre de la microseconde. Une telle réaction n'est possible qu'en présence d'un groupement hydroxyle libre en position 7, 4' ou 5 (voir Schéma I-2).

Ces bases quinoniques sont thermodynamiquement instables, et se transforment en hémiacétal et en chalcone par l'intermédiaire de la forme AH₂⁺. En présence d'un deuxième groupement hydroxyle, une deuxième déprotonation est possible, conduisant aux bases quinoniques ionisées A^-. Les transferts de protons sont conditionnés par le pH (les formes tautomères AH prédominent à des pH compris entre 3,5 et 6,0 et les formes tautomères A^- apparaissent à des pH supérieurs à 6,0 (R. BROUILLARD, 1982).

CONCLUSION

L'objectif de ce présent travail était d'apporter une contribution à l'étude de l'activité anti drépanocytaire des anthocyanes extraits des bulbes d'Hypoxis angustifolia et des feuilles d'Ipomoea batatas et de voir l'effet de la lumière, de la température et du pH sur la stabilité de ces pigments.

Le screening chimique que nous avons réalisé sur ces plantes a révélé les que bulbes de Hypoxis angustifolia sont très riches en composé phénoliques (des anthocyanes, des flavonoïdes, des tanins), des alcaloïdes, saponines, triterpenoïdes et l'on note l'absence totale des leuco anthocyanes, des stéroïdes et des coumarines ; alors que les feuilles de Ipomoea batatas sont très riches composés phénoliques (des anthocyanes, des flavonoïdes, des leuco- anthocyanes) et l'on note l'absence totale des diterpenoïdes et des triterpenoïdes.

La poudre des feuilles d'Ipomoea batatas a donné 9,02% d'extraits totaux d'anthocyanes sous forme d'une masse pâteuse tandis que celle des bulbes d'Hypoxis angustifolia a donné 5,05% d'extraits totaux d'anthocyanes.

Les tests in vitro de l'activité antifalcémiante ont montré qu'en présence de metabisulfite de sodium (Na₂S₂O₅) 2%, les extraits totaux d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas, les drépanocytes reprennent la forme normale biconcave. Ainsi les anthocyanes seraient effectivement responsables de cette activité comme c'est le cas pour les autres plantes anti drépanocytaires utilisée en médecine traditionnelle en République Démocratique du Congo.

Les anthocyanes extraits d'Hypoxis angustifolia et d'Ipomoea batatas sont instables au rayonnement UV, à la chaleur et au pH. La cinétique de la thermodégradation des anthocyanes extraits de ces deux plantes a été étudiée. Elle répondrait au modèle cinétique d'ordre un et les valeurs des constantes de vitesse ont été calculées.

Ainsi, au terme de ce travail, nous avons montré que les feuilles d'Ipomoea batatas ou patate douce, une plante alimentaire bien connue, possèdent une activité antifalcémiante in vitro. Comme pour les cas d'autres plantes congolaises déjà étudiées, les anthocyanes seraient parmi les métabolites responsables de cette propriété pharmacologique.

Il est donc souhaitable qu'une étude soit réalisée sur ces deux plantes en vue d'évaluer l'activité anti drépanocytaire à l'aide d'autres tests biologiques.

Nous suggérons également que les tests bio-guidés soient réalisés afin de déterminer les molécules responsables de l'activité biologique et que leur structures soient élucidées. Une étude de la stabilité physico-chimique de ces molécules pourrait aussi être réalisée.

Références

Bibliographie

§ BOKOTA MT. Etude de l'activité antifalcémiante et de la stabilité physico-chimique des anthocyanes de quelques espèces des genres Justicia, Ficus et Annona récoltées dans le districs de la Tshopo et de l'Ituri en RD Congo. Thèse de Doctorat, Faculté des Sciences, Université de Kisangani, 2012.

§ BONGENDE, P. Essai d'évaluation in vitro de l'activité antidrépanocytaire des feuilles d'Alchornea cordifolia, Mémoire de licence, Département de Biologie, Faculté des sciences, Université de Kinshasa, 2005.

§ BROUILLARD R. Chemical structure of anthocyanins. p1-40. In: P. Markakls (ed.) anthocyanins as Food Colors. Academic Press, New York, USA1982.

§ BROUILLARD R ET DELAPORTE R, J. Am. Chem. Soc., (1977), 99, 8461-8468.

§ CISSE M, VAILLANT F, Acosta O, Dhuique-Mayer C, Dornier M. Thermal Degradation Kinetics of Anthocyanins from Blood Orange, Blackberry, and Roselle Using the Arrhenius, Eyring, and Ball Models, J. Agric. Food Chem, 2009,57 : 6285-6291.

§ HARBORNE JB.Comparative Biochemistry of the Flavonoids, Academic Press, New York, (1967): 1-30.

§ KASONGA KT.. Contribution à l'étude chimique des anthocyanes extraits des feuilles de Justicia secunda Vahl(Acanthaceae) sur le comportement de l'hémoglobine S, Mémoire de DEA, Faculté des Sciences, Université de Kinshasa, 2011.

§ MALIEN A.C., colorant à base d'anthocyanes : Composition en pigments et mécanismeschimiques associés à la stabilité de la couleur, Thèse de doctorat, Université de Sorbonne, 2001.

§ MARKHAM K. R., Techniques of Flavonoid Identification, Academic Press, London (1982), 36-51.

§ MATA GN. Contribution à l'étude de l'activité antidrépanocytaire et de la stabilité thermique des anthocyanes extraites des feuilles de Hymenocardia acida Tul (Hymenocardiaceae), mémoire de licence, departement de chimie, faculté des sciences, Université de Kinshasa, 2006.

§ MIDI, D.F. Etude de l'activité anti-drépanocytaire et de la stabilité photochimique des anthocyanes des écorces des racines d'annona senegalensis, Mémoire de Licence, Département de Chimie, Faculté des sciences, 2006.

§ MOHAMMAD ABYARI, REZA HEIDARI and RASHID JAMEI. The effect of Heating, UV Irradiation and pH on Stability of Siahe Sardasht Grape Anthocyanin-copigment Complex.Journal of Biological Sciences, 2006:6(4), 638-645.

§ MARIEB E.N., Anatomie et physiologie humaine, édition renouveau Pédagogique Inc, Paris, 1999 : pp 637638.

§ MPIANA PT, NGBOLUA KN, MUDOGO V, TSHIBANGU DST, ATIBU EK, MBALA BM, KAHUMBA B, BOKOTA MT, MAKELELE LT. The potential effectiveness of medicinal plants used for the treatment of sickle cell disease in the Democratic Republic of Congo folk medicine: A review. In: V.K. Gupta and G.D. Singh, Traditional and Folk herbal Medicine , Daya Publishng House, New , 2012,1:1-11

§ MPIANA PT, NGBOLUA KN, MUDOGO V, TSHIBANGU DST, MBALA BM, ATIBU EK, TSHILANDA DD, DIANZENZA E, KAKULE MK. Antisickling properties, thermal and photochemical degradation of the anthocyanins extracted of Annona senegalensis from D R Congo .Int. J. Biol.Chem.Sci. 2012,6(5) 2241-2251

§ MPIANA PT, NGBOLUA KN, MUDOGO V, TSHIBANGU DST, ATIBU EK, TSHILANDA DD and MISENGABU NM. Anti sickle erythrocytes haemolysis properties and inhibitory effect of anthocyanins extracts of trema orientalis (ulmaceae) on the aggregation of human deoxyhemoglobin s in vitro. J Med Sci, 2011, 11(3):129-137

§ MPIANA PT. Biophysique Médicale, tome I, 2ème Edition revisée Resud Edition, Kinshasa, 2010.

§ NGBOLUA KTN, Evaluation de l'activité anti-drépanocytaire et antipaludique de quelques taxons végétaux de la R.D. Congo et Madagascar. Thèse de Doctorat, Departement de biologie, Faculté des Sciences, Université de Kinshasa, 2012.

§ ONYAMBOKO, Substances naturelles. Notes de cours L₂ chimie, Departement de chimie, Faculté des siences 2011-2012.

§ MPIANA P .T., L.K. MAKELELE, R.W.OLEKO , M.T.BOKOTA, D.S.T. TSHIBANGU, K.N. NGBOLUA, M.B. MBALA, E.K. ATIBU and S.M. NSIMBA, , Antisickling activity of medicinal plants used in the management of Sickle cell Disease in Tshopo district, D.R.Congo, Australian Journal of Medical Herbalism 22(4),132-137, 2010. 

§ MPIANA P.T., V. MUDOGO, K.N. NGOLUA, D.ST. TSHIBANGU and E.K. ATIBU, In vitro Antisickling Activity of Anthocyanins Extracts from Morinda lucida Benth (Rubiaceae), In: V.K. Gupta and G.D. Singh, Medicinal Plants: Phytochemistry, Pharmacology and Therapeutics, Daya publishing house, Delhi, p 330-337, 2010.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, P.K.MANGWALA, E.K. ATIBU, M.K.KAKULE, L.K. MAKELELE and M.T.BOKOTA, Antisickling Activity and Thermodegradation of an Anthocyanin fraction from Ocimum basilicum L. (Lamiaceae), Comp.Bio.Nat. Prod. Vol.3: Effects, safety & clinical Evaluation (part II) VK Gupta (Ed): STUDIUM PRESS LLC, USA, 279-287, 2010.

§ MPIANA P.T., K.N.NGBOLUA, E.K. ATIBU, T.M KASONGA, M.T. BOKOTA. V.MUDOGO, , In vitro effects of anthocyanins extracts from Justicia secunda VAHL on the solubility of hemoglobin S and membrane stability of sickle erythrocytes. Blood transfusion, 8:248-254, 2010.

§ MPIANA P.T., M.T. BOKOTA,MBL NDJELE, V MUDOGO, DST TSHIBANGU, KN NGBOLUA, EK ATIBU,JTK KWEMBE and LK MAKELELE, Antisickling activity of three species of justicia from Kisangani (DR Congo): J.tenella, J. gendarussa and J.insularis , Int.J.Biol. Chem. Sci. , 4(6)1953-1961, 2010.

§ MPIANA PT, V. MUDOGO , Y.F. KABANGU, D.S.T. TSHIBANGU, K.N. NGBOLUA, E.K.ATIBU, K.P. MANGWALA, M.B. MBALA, L.K. MAKELELE., M.T. BOKOTA, Antisickling Activity and Thermostability of Anthocyanins Extract from a congolese plant, Hymenocardia acida Tul. (Hymenocardiaceae), Int. J. Pharmacol. 5 (1), 65 - 70, 2009.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, E.K. ATIBU, J.N. KANKOLONGO, A.K. MBONGO. Antisickling activity and photodegradation effect of anthocyanins extracts from Alchornea cordifolia (SCHUMACH & Thonn.) and Crotalaria retusa, Ann. Afr. Med 2(4) 239-244, 2009.

§ MPIANA P.T.,V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, E.K. ATIBU E K.N.NGBOLUA , E.K KITWA, AB KANANGILA, L.K. MAKELELE, Activité antifalcémiante et thermodégradation d'une fraction d'anthocyanes extraite de Zizuphus mucronata, Ann. Afr. Med ,2(2) 91- 97 ,2009.

§ MPIANA P.T., E.K.BALANGANYI , A.B. KANANGILA , E. M. KALONDA, K.N. NGBOLUA, D.S.T. TSHIBANGU, E.K. ATIBU et J.B.S. LUMBU, Activité antidrépanocytaire et thermodégradation des anthocyanes extraits de Sterculia quinqueloba et Ficus capensis, Int. J. Biol. Chem. Sci. 3(3): 551-560, 2009.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, E.K. ATIBU, E.K.KITWA and A.B.KANANGILA. Antisickling activity of anthocyanins extracts of Vigna unguiculata ( L.)Walp. Recent Progress in Medicinal Plants.25, 91-98, 2009.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, D.D. TSHILANDA and E.K. ATIBU. Antisickling activity of anthocyanins of Jatropha curcas L. Recent Progress in Medicinal Plants.25, 101-108, 2009.

§ MPIANA P.T., EK KITWA, AB KANANGILA, DST TSHIBANGU, KN NGBOLUA, EK ATIBU, EM KALONDA. Influence de la photodégradation sur l'activité antifalcémiante des anthocyanes extraits de quelques plantes de Lubumbashi (RD Congo). Ann. Fac. Sci. 1 : 45-53 , 2009.

§ MPIANA PT, EK KITWA, AB KANANGILA, DST TSHIBANGU, KN NGBOLUA, EK ATIBU, EM KALONDA. Activités antifalcémiantes de quelques plantes médicinales de Lubumbashi (RD Congo). Ann. Fac. Sci 1 :103-112, 2009.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T.TSHIBANGU, E.K.KITWA, A.B.KANANGILA , J.B.S. LUMBU, K.N.NGBOLUA, E.K. ATIBU and M.K. KAKULE. Antisickling activity of anthocyanins from Bombax pentadrum,Ficus capensis anv Ziziphus mucronata: Photodegradation effect. Ethnopharmacology, 120,413-418, 2008.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, K.N.NGBOLUA, D.S.T. TSHIBANGU, O.M. SHETONDE, M.B.MBALA. In vitro antisickling activity of anthocyanins from Ocimum basilicum L.(Lamiaceae). International journal of pharmacology 3(4)371-374, 2007.

§ MPIANA. P.T, V. MUDOGO, D.S.T. TSHIBANGU, O.M. SHETONDE, K.N. NGBOLUA & M.B.MBALA. Antisickling activity of some Congolese plants, in: Drug discovery from African flora, The 12^th Symposium of the Natural Product Research Network for Eastern and Central Africa, July 22-26; University of Makerere, Kampala, Uganda, p.45 (PS-6), 2007.

§ MPIANA P.T., V.MUDOGO, D.S.T. TSHIBANGU, K.N.NGBOLUA, O.M. SHETONDE, K.P. MANGWALA and B.K. MAVAKALA. In vitro antisickling activity of anthocyanins extract of a Congolese plant: Alchornea cordifolia M.Arg. J.Med.Sci 7(7)1182-1186, 2007.

§ MPIANA P.T., D.S.T. TSHIBANGU, O.M. SHETONDE, K.N.NGBOLUA. In vitro antidrepanocytary activity (anti-sickle cell anemia) of some congolese plants, Phytomedecine 14,192-195, 2007 .

§ TORSKANGERPOLL K. and OYVIND M.ANDERSEN. Colour stability ofanthocyanin in aqueous solutions atvarious pH values. Journal of Food Chemistry, 89, 427-440, 2005.

§ TSHILANDA DD, Contribution à l'étude de l'activité antifalcémiante et détermination de la structure des huiles essentielles de Ocimum basilicum, Mémoire de DEA, Departement de chimie, Faculté des Sciences, Université de Kinshasa ,2011.

§ SCHAFFLER, A.et MENCE, N. AnatomiePhysiologieBiologie, 2^ème édition, Maloine, Paris, p. 239, 2004.

§ SOFOWORA EA & W.A. Isaac, LIoydia, 38 :169, 1971.

1. Webographie

§ Anonymes, http://www.diffusciences.com/ pages/med.acces/encyclo/leSang.html, 2012.

§ Anonymes, http:// www.greenpeace.org, 2012.

§ ENCARTA, 2009, Encyclopédie Microsoft.

§ ETAME, E., le 17 juillet 2007, un médecin camerounais va en guerre contre la drépanocytose, Yaoundé, http : // www. Cameroun-info.net.

§ GALACTEROS, F., 2004, Et la drépanocytose, Journal Afrik. http : // www. Afrik.com / article 7027 (le 25/08/20012).

TABLE DES MATIERES

DEDICACE i

REMERCIEMENTS ii

INTRODUCTION 1

Chapitre I

LES GENERALITES 3

I.1. LE SANG.................................................................................................................................................. 4

I.1.1.Définition 4

I.1.2. Composition et fonction du sang 4

I.1.3. Les globules rouges 4

I.1.4. Hémoglobine 5

I.2. LA DREPANOCYTOS.................................................................................... 6

I.2.1. Définition (Anonyme, 2012 ; MPIANA et al, 2008) 6

I.2.2. Base moléculaire de la drépanocytose 7

I.2.3. Symptômes de la drépanocytose (MPIANA et al, 2007a- 2010). 7

I.2.4. Dépistage 8

I.2.5. Traitements 8

I.3. LES PLANTES MEDICINALES........................................................................................................ 9

I.3.1. Définition 9

I.3.2. Quelques groupes chimiques des plantes médicinales 9

I.3.3. Position systématique et description botanique des plantes utilisées. 10

I.4. LES ANTHOCYANES........................................................................................................................ 13

I.4.1. Définition 13

I.4.2. Localisation et biosynthèse des anthocyanes 13

I.4.3.Constituants chimiques des anthocyanes 13

I.4.4.Propriétés physico-chimiques 14

I.4.5. Réactivité des anthocyanes, effet de pH 15

I.4.6. Les réactions de transfert de protons 16

Chapitre II

MATERIELS ET METHODES ............... 3

II.1.Récolte et conditionnement du matériel végétal............................................................................. 17

II.2.Screening chimique 17

II.3. Extraction des anthocyanes 17

II.4. Activité biologique 18

II.5. Spectroscopie UV-VISIBLE 19

II.5.1. Evaluation de la stabilité photochimique et thermique 19

1°Principe dela methode.........................................................................................19

2° Modèle théorique de la cinétique de dégradation thermique des anthocyanes...................... 20

II.5.2. Evaluation de l'effet du pH........................................................................................................... 22

Chapitre III

RESULTATS ET DISCUSSIONS..................................................................................................................... 3

III.1. Résultats du screening chimiques 23

III.2. Rendement de l'extraction 24

III.3. Effet des extraits d'anthocyanes sur la morphologie des drépanocytes 24

III.4. Spectres Visible des extraits d'anthocyanes 25

III.5. Effet de la lumière sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et Ipomoea batatas 27

III.6. Effet de la Chaleur sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et Ipomoea batatas 28

III.7. Effet du pH sur la stabilité des extraits d'anthocyanes d'Hypoxis angustifolia et Ipomoea batatas 34

CONCLUSION...................................................................................................................................................... 36

Références............................................................................................................................................................... 38

1. Bibliographie 38

2.Webographie 42

TABLE DES MATIERES................................................................................................................................... 43

ANNEXE................................................................................................................................................................. 45

ANNEXE

Tableau 1 : Données spectrales des extraits totaux d'anthocyanes.

Hypoxis angustifolia		Ipomoea batatas
ë (n m)	Absorbance	ë (n m)	Absorbance
500	0,955	500	1,036
505	1,040	505	1,225
510	1,550	510	1,305
515	1,650	515	1,350
520	1,801	520	1,400
525	1,700	525	1,770
530	1,600	530	1,520
535	1,551	535	1,410
540	1,410	540	1,330
545	1,350	545	1,330
550	1,311	550	1,295
555	0,998	555	1,225
560	0,855	560	1,205
565	0,815	565	1,150
570	0,735	570	1 ,101
575	0,700	575	1,091
580	0,660	580	1,085
585	0,580	585	1,055
590	0,525	590	1,005
595	0,475	595	0,995
600	0,475	600	0,965

Tableau 2 : Données spectrales des extraits d'anthocyanes avant et après irradiation sous la lampe UV à différents temps.

Hypoxis angustifolia						Ipomoea batatas
ë (n m)	Absorbance						Absorbance
	ND	30min	60min	90min	120min	ë (n m)	ND	30min	60min	90min	120 min
500	0,955	0,930	0,926	0,915	0,890	500	1,036	1,005	1,000	0,978	0,968
505	1,040	0,960	0,948	0,920	0,889	505	1,225	1 ,210	1,101	1,000	0,976
510	1,550	0,978	0,950	0,925	0,879	510	1,305	1,295	1,201	1,105	0,987
515	1,650	1,101	1,09	0,952	0,868	515	1,350	1,300	1,291	1,221	0,995
520	1,805	1,201	1,100	0,985	0,878	520	1,40	1,391	1,300	1,290	1,165
525	1,702	1,46	0,997	0,975	0,950	525	1,77	1,521	1,445	1,389	1,258
530	1,609	1,405	0,965	0,961	0,948	530	1,52	1,411	1,315	1,285	1,151
535	1,559	1,345	0,859	0,849	0,890	535	1,41	1,309	1,295	1,207	1,105
540	1.410	1,29	0,825	0,800	0,790	540	1,33	1,295	1,281	1,165	0,985
545	1,350	1,235	0,815	0,798	0,789	545	1,33	1,290	1,201	1,091	0,975
550	1,310	1,175	0,775	0,765	0,762	550	1,295	1,189	0,999	1,035	0,969
555	0,998	0,951	0,752	0,745	0,761	555	1,225	1,150	0,998	1,03	0,899
560	0,855	0,831	0,740	0,735	0,759	560	1,205	1,149	0,997	1,015	0,891
565	0,815	0,821	0,691	0,685	0,675	565	1,15	1,003	0,996	1,055	0,885
570	0,735	0,700	0,651	0,648	0,639	570	1 ,10	1,001	0,995	0,985	0,871
575	0,700	0,691	0,672	0,645	0,634	575	1,091	0,998	0,991	0,975	0,791
580	0,669	0,64	0,610	0,605	0,604	580	1,085	0,995	0,983	0,950	0,783
585	0,580	0,520	0,510	0,500	0,595	585	1,055	0,978	0,974	0,945	0,775
590	0,525	0,495	0,481	0,479	0,565	590	1,005	0,977	0,971	0,93	0,745
595	0,475	0,456	0,435	0,425	0,525	595	0,995	0,976	0,969	0,925	0,735
600	0,475	0,440	0,410	0,400	0,489	600	0,965	0,975	0,965	0,925	0,729

ND : Non Dégradé

Tableau 3 : Données spectrales des extraits d'anthocyanes avant et après 1 heure traitement thermique.

Hypoxis angustifolia				Ipomoea batatas
ë (n m)	Absorbance			ë (n m)	Absorbance
	27°C	100°C	120°C		27°C	100°C	120°C
500	0,955	0,935	0,922	500	1,036	0,972	0,968
505	1,04	0,995	0,949	505	1,225	1,205	1,190
510	1,55	1,200	0,958	510	1,305	1,295	1,195
515	1,65	1,228	0,965	515	1,350	1,309	1,279
520	1,8	1,308	0,980	520	1,40	1,350	1,307
525	1,7	1,408	1,009	525	1,77	1,435	1,309
530	1,60	1,417	1,025	530	1,52	1,435	1,387
535	1,55	1,390	1,023	535	1,41	1,089	1,075
540	1,41	1,208	0,922	540	1,33	1,083	0,953
545	1,35	1,065	0,921	545	1,33	0,982	0,950
550	1,31	0,954	0,915	550	1,295	0,981	0,940
555	0,998	0,943	0,915	555	1,225	0,980	0,935
560	0,855	0,831	0,805	560	1,205	0,979	0,934
565	0,815	0,809	0,805	565	1,150	0,978	0,930
570	0,735	0,708	0,704	570	1 ,101	0,977	0,925
575	0,7	0,696	0,698	575	1,091	0,971	0,921
580	0,66	0,684	0,692	580	1,085	0,975	0,920
585	0,58	0,568	0,684	585	1,055	0,945	0,915
590	0,525	0,515	0,675	590	1,005	0,925	0,910
595	0,475	0,414	0,407	595	0,995	0,912	0,905
600	0,475	0,413	0,365	600	0,965	0,912	0,900

Tableau 4 : Variation de l'absorbance des extraits d'anthocyanes en fonction du temps de traitement thermique pour T= 100°C et 120°C autour des ë_max.

Hypoxis angustifolia				Ipomoea batatas
T= 100°C		T= 120°C		T= 100°C		T= 120°C
ëmax= 520nm		ëmax= 520nm		ëmax= 525nm		ëmax= 525nm
Temps en minutes	Densité optique	Temps en minutes	Temps en minutes	Temps en minutes	Densité optique	Temps en minutes	Temps en minutes
0	1,77	0	1,34	0	1,65	0	1,20
5	1,74	5	1,30	5	1,60	5	1,16
10	1,65	10	1,22	10	1,54	10	1,12
15	1,60	15	1,18	15	1,49	15	1,10
20	1,56	20	1,13	20	1,45	20	1,10
25	1,52	25	1,09	25	1,40	25	1,08
30	1,49	30	1,06	30	1 ,36	30	1,06
40	1,41	40	1,001	40	1,31	40	1,02
50	1,39	50	0,998	50	1,28	50	0,998
60	1,35	60	0,993	60	1,26	60	0,992

Tableau 5 : Donnés spectrales relatives aux effets du pH sur la stabilité des anthocyanes autour des ë_max.

Hypoxis angustifolia		Ipomoea batatas
pH	Absorbance	pH	Absorbance
2,2	0,902	2,3	0,901
2,4	0,903	2,7	0,901
2,6	0,903	3,2	0,901
3,0	0,902	3,2	0,901
3,3	0,902	3,4	0,904
4,0	0,903	4,0	0,906
4,3	0,905	4,3	0,907
4,6	0,906	4,9	0,907
5,0	0,907	5,2	0,91
5,9	0,915	5,9	0,919
6,4	0,915	6,3	0,921
6,8	0,915	6,8	0,921
7,1	0,941	7,3	0,935
8,3	1,000	8,4	0,991
9,2	1,010	9,1	0,991
10,4	1,020	10,2	0,991
11,3	1,030	11,6	1,001
12,1	1,020	12,1	1,002
12,7	1,030	12,9	1,004
13,4	1,030	13,2	1,004