|
étude de la prévalence des parasitoses gastro intestinales chez les dromadaires dans les élevages péri urbains de Tahoua.par Saidou Halidou Université Abdou Moumouni ( UAM) de Niamey/Niger - Master 2 en Productions et Biotechnologies Animales 2018 |
(GRABER et al, 1983,DAKKAK et al, 1987) *= espèces spécifiques au Camelins La plupart de ces espèces de strongle sont communes à d'autre ruminants mais certains sont quasi exclusif du dromadaire : Haemonchus longistipes, Nematodirusdromedari, Nématodirus mauritanicus, Trichostrongylus colubriformis, Cooperia oncophora (FASSI, 1987). 3°) Aspect des oeufs de strongles à la coproscopieL'oeuf est elliptique, à coque ovulaire, mince et grisâtre, avec à l'intérieur, une membrane vitelline. Dans cette double paroi, on trouve un plus ou moins grand nombre de blastomères grisâtres, noirâtres ou brunâtres (figure 5). La dimension des oeufs va de 55 à 100 um de long sur 25 à 35 um de large environ (sauf les oeufs de Nematodirus qui sont beaucoup plus grands, au moins 72×150 um) (LARRAT R., 1988). L'identification des genres est possible grâce à la coproculture, d'après des critères morphologiques de la larve infestante (PAUTRIC-THOMAS,2003).
Figure 5:Photographie d'un oeuf de strongle (OLLAGNIER, 2007) 4°) Cycle évolutif des strongles (cycle de Haemonchus longistipes) Tous les strongles en cause dans les strongyloses gastro-intestinales des ruminants ont un cycle évolutif direct, sans hôte intermédiaire (monoxène) et possèdent deux phases distinctes, une phase libre dans le milieu extérieur et une phase parasitaire chez l'animal(ALEXIA, 2010). a- Phase libre Les oeufsrejetés à l'extérieur dans les fèces éclosent, évoluent par deux stades intermédiaires et aboutissent au stade L3, larve infestante. L'évolution se fait entre 4 et7 jours. Ces larves résistent entre 12 heures et 7 jours dans le milieu extérieur ; les conditions les plus favorables à leur survie sont un degré hygrométrique élevé et un abri dusoleil. C'est donc en saison des pluies que les meilleures conditions existent, en pleine saison sèche, l'oeuf peut ne pas évoluer. b- Phase parasitaire Les larves L3 ingérées par un dromadaire poursuivent une seconde phase interne. Elles migrent dans la muqueuse de la caillette. L'évolution de cette étape n'a pas été décrite chez le dromadaire. Elle est vraisemblablement voisine de celle connue chez Haemonchus contortus: mue dans la muqueuse en stade L4 qui retourne à la surface de la caillette, évolue vers un stade L5 puis en stade adulte. La période prépatente serait de 1 à 2 semaines (GRABER, 1983). RICHARD (1989) souligne l'existence vraisemblable d'une phase d'hypobiose chez le dromadaire. En effet, toujours selon RICHARD (1989), certains auteurs ont constatés une augmentation des dromadaires infestés et du nombre d'oeufs présents dans les fèces au cours de la seconde moitié de la saison sèche alors que les conditions de milieu sont très défavorables à l'évolution des oeufs. La levée du phénomène d'hypobiose après ingestion pourrait expliquer ces augmentations.
Figure 6: cycle évolutif de strongle :Haemonchus longistipes (RICHARD, 1989) 5°) Symptômes et pouvoir pathogène Chez tous les dromadaires infestés, les manifestations des strongyloses sont assez semblables. Le poly parasitisme étant si fréquent, il n'est pas aisé d'isoler la symptomatologie de chaque espècede parasite de strongle. Cependant d'après FAYE(1997), l'essentiel de l'effet pathogène des strongles est dû à Haemonchus longistipes et àTrychostrongilussp. Les symptômes se résument en sont une faiblesse générale avec baisse de la production laitière chez les femelles, un amaigrissement progressif, le pica et parfois des mortalités. Des troubles hématologiques sont aussi observés (DAKKAK et al, 1987). Comme chez les autres ruminants, la pathogénie est due aux différentes actions des parasites (action mécanique, traumatique ...) (Figure7).
Figure 7 : Schéma simplifié de la pathogénie des strongles digestifs (Hennon, 1993 cité par ALEXIA, 2010) Selon GRABERet al(1983) et TAGER KANGAN (1986), les Strongyloses digestives sont des maladies de pâturage à caractère saisonnier. L'infestation se fait par les larves, en saison des pluies généralement, lorsque la nourriture est constituée d'herbe au lieu de feuilles d'arbres et d'arbustes (FASSI, 1987).TAGER-KAGAN (1986), dans une étude au Niger a bien montré ce phénomène (figure 8), avec un taux d'infestation et du nombre d'oeufs plus élevé en saison de pluie (Juin à Octobre) par rapport à la saison sèche. RICHARD(1986) souligne que les autres facteurs épidémiologiques sont mal connus chez le dromadaire. Le sexe, la race, le stade physiologique n'ont pas été mis en évidence chez le dromadaire. Cependant l'âge semble jouer un rôle, même si les rares observations ne concordent pas, RICHARD (1989) rapporte que pour certains auteurs, les animaux âgés seraient plus sensibles mais pour d'autres, ce sont les jeunes qui sont plus sensibles.
Figure 8: Évolution des taux d'infestation et du nombre moyen d'oeufs de strongle par gramme de fèces (TAGER-KAGAN et al, 1986) II.1.1.2. StrongyloïdosesLa Stongyloïdose appelé aussi Anguillulose ou Strongyloïdidose est une helminthose provoquée par la présence dans des galeries creusées dans l'épithélium glandulaire et dans la muqueuse de l'intestin grêle, de nématodes Rhabditida du genre Strongyloïdes et de l'espèce Strongyloïdespapillosus chez le dromadaire (CHARTIER et al, 2000 cité par AFOUTNI, 2014). La Strongyloïdose est commune aux différentes espèces de ruminants et est plus fréquente sous les climats chauds et humides. (AUTEF, 2008). 2°) Position systématique (DESVARIS, 2004). L'espece Strongyloïdes papillosus appartient à : L'Enbranchement des Némathelminthes Classe de Nematode Ordre de Rhabdiasidea Famille de Strongylidae Genre de Strongyloïde Strongyloïdespapillosus est commune aux autres ruminants et vit dans l'épithélium glandulaire et la sous muqueuse de l'intestin grêle ou ils creusent des galeries (MOUSSOUMI, 2014). 3°) Aspect des oeufs à la coproscopie L'oeuf est ellipsoïde(figure 9), ayant une taille moyenne de 40-60 × 20-25 um. Il n'a pas de bouchons polaires et n'est pas operculé. La coque est mince et renferme une larve de premier stade (SOCHAT, 2015). Cette larve continue souvent de bouger à l'intérieur de la coque au cours des examens coproscopiques (MASSAM, 2006).
Figure 9 : Photographie d'un oeuf de Strongyloïdes papillosus (ABDEL-RADY, 2014) 4°) Cycle évolutif de Strongyloïdes papillosus Le cycle évolutif est relativement complexe (figure 10), avec une reproduction sexuée s'effectuant dans le milieu extérieur, où sont présents les mâles et femelles adultes. Le très jeune ruminant s'infeste soit par voie transcutanée, soit par voie buccale, soit lors de la tétée (passage des larves L3 dans le colostrum ou le lait). Les larves L3 pénètrent la plupart du temps par voie transcutanée et gagnent le coeur droit par voie lymphatique et sanguine (via la veine cave).
infestation des jeunes à la mamelle Les larves ingérées dans le lait migrent elles aussi au coeur droit, en passant par la muqueuse buccale ou oesophagienne. Ces larves quittent le coeur et atteignent les poumons où a lieu une mue. Les larves L4 sont alors dégluties et se fixent dans l'intestin grêle. Une dernière mue permet l'obtention du stade 5 précédant le stade adulte. Seules les femelles sont présentes chez l'hôte parasité, et donnent, par parthénogénèse, des oeufs émis dans le milieu extérieur avec les fèces. Dans le milieu extérieur, la reproduction sexuée est privilégiée si les conditions extérieures sont favorables(SOCHAT, 2015)A B Figure 10: Schéma du cycle évolutif de Strongyloïdessp (AFOUTNI, 2014 d'après CHARTIER et al, 2000). 5°) Symptômes et pouvoir pathogène Les symptômes de la Strongyloïdose ont avant tout une tonalité intestinale, avec diarrhée parfois importante, de l'anorexie, de l'abattement et des retards de croissance ou des pertes d'état(AUBRY etal, 2018). La pathogénie de Strongyloïdespapillosus vient surtout de l'action traumatique par leur pénétration dans la muqueuse de l'intestin grêle et de leur action hématophage entrainant une inflammation catarrhale de l'intestin pouvant conduire à une gastrite, des diarrhées sanguinolentes (LATHUILLIERE, 2018). MOUSSOUMI (2014) souligne que la stongyloïdose est une parasitose endémique dans les régions tropicales et subtropicales ou les conditions de température et de précipitations sont favorables au développement du parasite. Au Niger, HAIDO (1988)a trouvé que l'infestation des dromadaires par Strongyloïdespapillosus est permanente avec une forte infestation en fin de saison pluvieuse. Les dromadaires s'infestent au pâturage. II.1.1.3.TrichurosesLes Trichuroses ou Trichuridosessont des Helminthoses provoqués par la présence et le développement, dans le gros intestin et le caecum, de nématodes Enoplida de la famille des Trichuridés (AFOUTNI, 2014). Embranchement des Némathelminthes Classe des Nématodes Ordre des Trichinellida, Famille des Trichuridés, Sous-famille des Trichurinae Genre Trichuris. Il en existe entre 60 et 70 espèces (ANDERSON et al, 2000) dont une seule espèce est exclusive au Camélidés, Trichuris cameli. Les autres espèces infestant les dromadaires les plus cités communes à d'autres ruminants sont Trichuris globulosa, Trichuris ovis, Trichuris skrjab, Trichurisaffinis, Trichurisraoi (GRABER et al, 1983, DAKKAK et al, 1987). 3°) Aspect des oeufs à la coproscopie Les oeufs de Trichures sp sont ovoides ou ellipsoides, sans epine, ni appendice polaire avec des bouchons saillants et un contenu dense (GRABER, 1983).Ils mesurent en moyenne 70-80 × 30-40 um (AFOUTNI, 2014).
Figure 11: Photographie d'un oeuf de Trichuris sp. (ABDEL-RADY, 2014) 4°)Cycle évolutif de Trichuris sp Les Trichures sont des parasites monoxènes. Les oeufs sont libérés dans les fèces dans le milieu extérieur.Une larve s'ydéveloppe et demeure bien protégée à l'intérieur tant et aussi longtemps que l'oeuf n'est pas ingéré. La survie dans l'oeuf de la larve infestante pouvant s'étendre sur des années(ALAIN, 2012), c'est la paroi épaisse de l'oeuf qui protège la larve (GRABER et al, 1983). Une fois l'oeuf ingéré, la larve se libère et rejoigne la paroi de l'intestin grêle, où se déroulent plusieurs mues. Les larves atteignent ensuite le caecum et le côlon où elles deviennent adultes. Les oeufs ont une résistance importante dans l'environnement extérieur, ce qui favorise des ré-contaminations fréquentes.(OLLAGNIER, 2007).
Figure 12: Schéma du cycle évolutif de trichures sp. (SOCHAT, 2015) 5°) Symptômes et pouvoir pathogène AFOUTNI (2014) rapporte que l'extériorisation des symptômes est liée à l'infestation massive des animaux.On observe alors des troubles digestifs, avec des diarrhées (quelquefois hémorragiques), et des signes généraux: maigreur, mauvais état général et anémie (les Trichures sont hématophages).Les larves et les adultes sont hématophages et exercent des actions traumatique, spoliatrice et bactérifère. Ces effets déterminent l'anémie et entraînent de la diarrhée, d'où l'amaigrissement et la déshydratation (OLLAGNIER, 2007). C'est une parasitose cosmopolite surtout en région tropicale. Les animaux s'infestent au pâturage pendant la saison des pluies. Au Niger c'est l'espèce Trichuris globulosa qui a été identifiée avec un maximum de dromadaires parasités durant la période août-octobre (65 à 80%), mais avec un niveau d'infestation le plus important en saison sèche (HAIDO, 1988). II.1.2.CestodosesDAKKAK et OUHELLI (1987) dans la revue bibliographique des helminthes et helminthoses du dromadaire ont recensés trois genres de cestodes à l'origine de cestodoses qui sont le genre Moniezia, le genre Stilesia et le genreAvitelina. Ces genres appartiennent tous à la famille des anoplocéphalidés responsable des Anoplocéphalidoses ou téniasis qui nous intéressent ici. II.1.2.1. Les Anoplocéphalidoses ou TéniasisLe téniasis est une helminthose digestive due à la présence et au développement dans la lumière de l'intestin grêle, de cestodes de la famille des anoplocéphalidés (AFOUTNI, 2014). Embranchement : Plathelminthes Classe : Cestodes Ordre : Cyclophyllidea Famille : Anoplocéphalidés Sous-famille : Anoplocéphalinés Genre : Moniezia, Stilezia et Avitellina Espèce:M. expansa,M. benedini, S.glopipunctata, S.vittata, S.centripunctata, A. woodlandi. L'espèce Moniezia expansa est l'espèce la plus pathogène chez le dromadaire et l'espèce Stilesia vittataest spécifique au dromadaire. 3°) Aspect des oeufs à la coproscopie L'oeuf est anguleux, triangulaire ou quadrangulaire, de couleur grisâtre et mesure 50 ×90 um. Sa coque est épaisse et lisse, il contient un embryon hexacanthe, entouré d'un appareil piriforme et n'occupant pas la totalité de l'oeuf (SOCHAT, 2015).
Figure 13: Photographie d'un oeuf de Moniezia expansa (SOCHAT, 2015)
Les anoplocéphalidés sont hétéroxènes etne peuvent réaliser leur cycle biologique complet que grâce à un hôte intermédiaire (figure 14). Cet hôte intermédiaire est toujours, quel que soit le genre en cause, un acarien Oribatidé ouOribate (KABORE, 2006).C'est en se nourrissant des excréments des ruminants parasités qu'ils ingèrent des oeufs embryonnés des anoplocéphalidés.Chez l'oribate, une forme larvaire particulière, dite cysticercoide, va se développer en six à seize semaine.Cette forme larvaire, infestante pour un ruminant, restera viable toute la vie de l'acarien (un à deux ans). Aussi,dans une pâture contaminée, l'infestation persiste-t-elle longtemps. Les ruminants réceptifs s'infestenten broutant l'herbe sur laquelle se trouve un oribate porteur de cysticercoïdes. Après digestion de l'oribate ingéré par le ruminant, la larve se fixe par son scolex inerme et muni de 4 ventouses, à la paroi de l'intestin grêle. La strobilisation débute et aboutit à la formation d'un adulte (GRABER, 1983). Figure 14 : Schéma du cycle évolutif des Anoplocéphalidés Moniezia, Stilezia, Avitellina (CHARTIER et al, 2000 rapporté par AFOUTNI, 2014) 5°) Symptômes et pouvoir pathogène Les anoplocéphales peuvent être à l'origine d'épisodes diarrhéiques mais aussi de coliques parfois violentes et de tumeurs intestinales (BEUGNETet al, 2005). On estime en effet que 80% des coliques iléales sont dues à la présence de cestodes et plus de 20% des coliques spasmodiques sont liées à la présence d'anoplocéphales (IROLA, 2010). LAJOIX-NOUHAUD(2011) rapportant COLLOBERT (1998) souligne que la pathogénicité de la Cestodose est dépendante de la charge parasitaire. Elle estessentiellement traumatique au point de fixation des ténias.Les trois genres provoquent localement des irritations et des inflammations qui peuvent évoluer en ulcères, abcès, perforations, et exceptionnellement se compliquer en péritonite. Les complications peuvent s'avérer vite mortelles. Au Niger, tous les trois genres de parasites ont été identifiés. Le genre Stilesia a été trouvé toute l'année. Le pourcentage de dromadaires parasités par des cestodes était le plus important en octobre (70 %) et minimum en avril (50 %); par contre les infestations étaient les plus importantes en juin et les plus faibles en janvier (TAGER-KAGAN et al, 1984). II.1.3. Traitement des HelminthosesComme l'indique le tableau 2, il existe une large gamme d'anthelminthiques actifs contre les helminthes gastro-intestinaux du dromadaire. Leur activité a été testée par plusieurs études soit par suivi coproscopique, soit par abattage et autopsie (RICHARD, 1989).Le choix se fera en prenant en compte lespectre d'action, la conservation, la voie d'administration et le prix (COUDRAY, 2006). Tableau 2: Anthelminthiques utilisables dans le traitement des Helminthoses digestifs chez les Camélidés (DAKKAK.A et OUHELLI., 1987)
II.2. Coccidioses1°) DéfinitionLes coccidioses sont des protozooses provoquéspar des parasites microscopiques de la muqueuse intestinale appelés les coccidies (LARRAT, 1988). La Coccidiose cameline ou Globidiose, due à Globidium cameli est une parasitose dont la connaissance est relativement récente. GRABER, 1983 et GRUVEL et al, 1965 rapportent que c'est en 1920 que Douberty identifie pour la première fois la maladie chez le dromadaire au Kenya et il a fallu 1932 pour que Henry et Masson découvrent et décrivent la maladie. 2°) Position systématiqueEmbranchement des Sporozoaires Classe des Coccidea Ordre des Eimeriida Famille des Eimeriidae GenreEimeria .Isospora. Les coccidies rencontrées chez le dromadaire, sont en nombre variable :Eimeria cameli, E. dromedarii, E. mölleri, E. bactriani E. pellerdyi, E. rajasthani. et deux espèces d'Isospora parasitent le chameau (I.cameliet I. orlavi ) (IROLA, 2010). 3°) Aspect des oocystes s à la coproscopieL'ookyste de Eimeria cameli mesure 86-108x61-86 microns et est brun foncé à noir dans les tissus et lorsqu'il est évacué dans les fèces (SOCHAT, 2015).
Figure 15 : Photographie des oocystes d'Eimeria sp en cours de sporulation (SOCHAT, 2015) 4°) Cycle évolutifLes oocystes émis dans le milieu extérieur se divisent en un temps variable, avec formation de quatre sporocystes, renfermant chacun deux sporozoites (= phase de sporulation). Ces oocystes murs, ingérés par un hôte convenable libèrent dans l'intestin leur huit sporozoites qui pénètrent activement à l'intérieur des cellules épithéliales intestinales. Ces jeunes parasites intestinaux ou trophozoïtes grossissent rapidement en formant des schizontes. Ceux-ci se multiplient et contiennent les schizozoïtes. Il y a plusieurs générations de schizozoïtes qui envahissent de nombreuses cellules intestinales. Au bout de trois ou quatre générations, la division schisogonique ou asexuée, s'arrête; les schizozoïtes se différencient alors en éléments sexués mâles (microgamètes), qui fécondent dans la lumière intestinale ou dans les cellules épithéliales, les éléments femelles (macrogamètes). Il en résulte un ookyste à paroi rigide, qui est rejeté dans le milieu extérieur avec les matières fécales. La période prépatente est variable selon les espèces entre 9 et 25 jours
Figure 16: Cycle évolutif des coccidies du genre Eimeria sp (GRABER et al, 1983) 5°) Symptômes et pouvoir pathogèneLes jeunes exteriorisent plus les symptomes que les adultes et présentent des troubles de diarrhée ou d'inappétence avec une émaciation. Les lésions portent sur les dernières portions de l'intestin grêle, sur le cæcum et sur le côlon.Ce sont de congestion avec formation de fausses membranes et destruction de l'épithélium par plaques, ce qui met la muqueuse à nu (SOFFO, 2010) 6°) EpidémiologieLes coccidioses peuvent également se déclarer en tout lieu où les animaux se concentrent et entraînent une forte contamination de l'environnement en excréments et donc en oocystes, par exemple autour des points d'eau pendant la saison sèche dans les systèmes extensifs. (HUNTER,1994).On note aussi que les jeunes sont plus sensibles que les adultes.Les animaux adultes sont porteurs d'exretion d'oocytes sans signe clinique (SOFFO, 2010). TAGER-KAGAN (1984) souligne que le nombre le plus élevé de dromadaires parasités se rencontre durant la saison chaude et sèche et la saison froide. Il semblerait qu'il existe une certaine compétition entre Globidium et les helminthes (strongles gastro-intestinaux), le développement des uns annihilant le développement des autres. GRABER a déjà fait cette remarque en 1965, lors de ses travaux sur les Helminthosesdu dromadaire au Tchad. 7°) Traitement des Coccidioses Le traitement de la coccidiose doit être institué dès qu'un cas est reconnu dans le troupeau dans la mesure du possible, l'intervention portera sur l'ensemble des jeunes sujets à risque. Les sulfamides demeurent le traitement de choix à cause de leur faible coût, une administration de 3 à 5 jours de suite conditionne l'efficacité de cette thérapeutique. Parmi les autres corps efficaces, l'Amprolium, le Toltrazuril et le Diclazuril viennent en premier lieu, puis les Antipaludéens (chloroquine) sont également utilisés avec succès (CHARTIER et al, 2000 cité par AFOUTNI, 2014). CHAPITRE III. DIAGNOSTIC DES PARASITOSES GASTRO INTESTINALES SUR DES ANIMAUX VIVANTSLe diagnostic des parasitoses digestives peut se réaliser à partir de diverses méthodes, de sensibilité et disponibilité variables. Les différentes méthodes disponibles sont : le diagnostic épidémiologique, clinique, et les méthodes diagnostiques de laboratoire (lacoproscopique, lacoprologique, la cytologique). De plus, des méthodes de dépistage utilisant la biologie moléculaire ont récemment été développées (IROLA, 2010). Les méthodes qui nous intéressent sont celles de diagnostic coproscopique ou coprologique effectuées au laboratoire qui sont des méthodes de base du diagnostic utiliséesen parasitologie. III.1. Diagnostic coproscopiqueLa coproscopie permet de détecter (et éventuellement de compter) les éléments parasitaires excrétés dans les fèces par les parasites (helminthes et coccidies) du tube digestif(RICHARD, 2012). Elle met en jeu deux types de méthodes: - Des méthodes coprologiques qualitatives, - Des méthodes coprologiques quantitatives III.1.1.Méthodes coproscopiques qualitativesIII.1.1.1. Méthode qualitative sans enrichissementElle consiste en une simple dilution d'un fragment de fèces dans deux (2) gouttes d'eau posée sur une lame, puis d'une lecture entre lame et lamelle au microscope au faible grossissement Cette méthode est donc très simple et rapide et peu coûteuse. Cependant, très souvent la présence de nombreux débris végétaux gêne la lecture de la préparation. Aussi l'absence d'éléments parasitaires ne signifie pas absence d'infestation(GRABER et al, 1983). III.1.1.2. Méthode qualitative avec enrichissementC'est la plus intéressante des méthodes de diagnostic car elle assure la concentration des éléments parasitaires. Deux (2) sortes de méthodes sont employées : la méthode de sédimentation et la méthode de flottaison ou flottation. Le principe de cette méthode est de diluer le prélèvement dans une solution aqueuse de densité faible afin de concentrer les éléments parasitaires, de densité supérieure, dans le culot du tube. Cette technique permet d'obtenir des oeufs de toutes les espèces de parasites, en particulier les oeufs de Trématodes qui sont de grande taille (MAXIME, 2017). C'est une excellente méthode, rapide, peu couteuse, facile à mettre en oeuvre et peut être améliorée avec une centrifugeuse (GRABER et al, 1983). Cette technique consiste à prélever cinq (5) grammes de matières fécales puis à les diluer dans 10 volumes d'une solution de chlorure de sodium dans un verre à pied. Après homogénéisation, le mélange est tamisé à l'aide d'une passoire à thé, puis centrifugé pendant 5 minutes à 2000 tours/mn pendant 5 minutes. Après avoir rejeté le surnageant, quelques gouttes du culot sont observées au microscope photonique, entre lame et lamelle, aux grossissements 4 x10 (MISSAM, 2006) pour observer les oeufs de parasites. 2°) Méthode de flottaison ou flottation Il s'agit de la méthode coproscopique la plus utilisée. Son principe est d'utiliser un liquide dont la densité est supérieure à celle des formes parasitaires qui vont se rassembler en surface, notamment les oeufs des nématodes, des cestodes et les oocystes de coccidies. Ces solutions sont habituellement composées de sels ou de produits chimiques. Dans la pratique courante, on utilise la solution saturée de chlorure de sodium (NaCl : 400g dans 1000 ml d'eau de robinet, densité: 1,20) pour des raisons économiques et de commodité (KABORE, 2006). On écrase 3 à 5 gramme de fèces dans un bêcher dans lequel on ajoute la solution saturée. L'ensemble est bien homogénéisé puis tamisé dans un autre bêcher. On recouvre ce ménisque d'une lamelle en évitant la formation de bulles d'air. Ensuite, le bêcher ainsi préparé est laissé au repos pendant au moins quinze à vingt minutes pour permettre aux oeufs de remonter en surface et se coller à la lamelle. Après ce délai d'attente, la lamelle est retirée et placée sur une lame avant d'être examinée au microscope à faible grossissement pour l'observation des éléments parasitaires (KABORE, 2006). Cette technique présente les avantages d'être rapide, facile à réaliser, peu coûteuse et sensible. L'inconvénient peut provenir des effets néfastes d'une erreur de solution dense: en effet, si la solution n'est pas assez dense, certains éléments ne vont pas flotter, et si elle est trop dense, il peut y avoir déformation ou lyse des éléments parasitaires (FOREYT, 1989 cité par IROLA, 2010). III.1.2. Méthodes de coproscopies quantitativesDes méthodes quantitatives basées sur l'enrichissement par flottation permettant de déterminer le nombre d'oeufs ou d'ookystes par gramme de fèces ont été développées dont les plus simples qui permettent de situer le niveau d'infestation sont la méthode de Stoll et la méthode de Mac Master modifiée par Raynaud (GRABER et al, 1983). 1°) Méthode de Stoll (LATHUILLIERE, 2018) Cette méthode utilise le principe de la Technique de flottation. Elle consiste à prélever 5g de fèces et à les déposer dans le fond d'un tube en verre d'une capacité de 100ml et portant la graduation 75. De la soude est versée jusqu'à la graduation 75. A l'aide des billes de verre introduites dans le tube, une solution homogène est obtenue après agitation modérée. A l'aide d'une pipette graduée, 0,15 ml de cette suspension est prélevé, puis déposé entre lame et lamelle en vue de l'observation au microscope. La lecture se fait à faible grossissement (x40 : oculaire x10 ; objectif x4) Le nombre d'oeufs
dénombrés « n » correspond à ceux
contenus dans 0,15ml. Le nombre « N » d'OEuf par Gramme
de Fèces (O.P.G.) sera de N = Cette méthode utilise le principe de la technique de flottation et emploie une cellule de Mac Master ou lame de Mac Master (figure 17). Elle consiste à prélever 5g de matière fécale et les placer dans un premier verre à pied ou un mortier si les fèces sont sèches, les fèces sont diluées dans 70 ml d'une solution dense choisie, le mélange est filtré à l'aide d'une passoire à thé recouverte d'une compresse et un second verre à pied. On agite jusqu'à obtenir une suspension homogène. A l'aide d'une pipette, on remplit les deux cellules de la lame Mac Master, laissé reposer une dizaine de minutes ; les oeufs flottent à la surface du liquide et viennent adhérer à la lamelle couvrant la cellule (BALETE, 2000). La lecture se fait alors à faible grossissement (objectif x4 ou x10). La lecture dans les deux cellules permet d'évaluer le nombre d'oeufs dans 0,30mL (1/250 ère du volume total) à partir de 5g de matière fécale. Le nombre d'oeuf par gramme est calculé suivant deux formules suivantes (LATHUILLIERE, 2018): - Soit le nombre d'oeufs (n) multiplié par 50 si le nombre d'oeufs est compté dans les deux chambres: N = n x50 - Soit le nombre d'oeuf (n) dans les deux chambres multiplié par 100 si le nombre d'oeufs est compté dans une seule chambre. N = n x100
Figure 17: Photographie des lames de Mac Master (DELERUE, 2017) 3°)Appréciation sur le niveau de l'infestation chez le dromadaire (GRABER et al, 1983) Il est possible de déterminer le seuil à partir duquel le ``parasitisme infestation''passe au stade de ``parasitisme maladie''. En général le niveau de l'infestation est Faible : moins de 400 oeufs (toutes espèces au g de matière fécale) ; Moyen : de 400 à 1000 oeufs au g de matière fécale ; Fort : de 1000 à 2500 oeufs au g de matière fécale ; Massif : au-delà de 2500 oeufs au g de matière fécale. Cependant GRABER et al (1983) souligne que en milieu tropical, ces valeurs demeurent théoriques, même avec des infestations inférieures à celles indiquées plus haut, les animaux peuvent extérioriser une parasitose à cause des variations importantes des conditions d'entretien des animaux. III.2. CoprocultureLa diagnose des oeufs de strongle digestifs est difficile, pour différencier au moins le genre, il convient de réaliser une coproculture (FOURCADE, 2012). La coproculture sert à cultiver les oeufs de strongle afin d'obtenir des larves du troisième âge (L3) qui représentent l'élément infestant pour un animal. On réalise ainsi au laboratoire ce qui se produit dans le milieu extérieur quand les conditions sont favorables (température, oxygénation, humidité). On réalise d'abord la culture des oeufs puis la récolte des larves (GRABER et al, 1983). III.2.1.Culture des oeufs: Méthode de BrumptC'est la plus classique des méthodes, elle consiste à déposer dans une boite de Pétri, plusieurs épaisseurs de papiers filtre ou papier buvard imbibé d'eau, de manière à humidifier le substrat ; à délayer le prélèvement fécal avec de l'eau pour obtenir une pâte molle qu'on étale sur le papierbuvard. Les boites de Pétri ainsi préparées sont déposées dans un cristallisoir dont le fond est tapissé de coton fortement humecté, le tout recouvert d'une vitre. On maintient l'enceinte à la température de 25-27°C et la vitre est retirée chaque jour pendant quelques minutes pour aérer le milieu. Les tampons de coton sontré-humectés périodiquement selon l'évaporation. L'évolution des formes parasitaires demande de 8 à 10 jours (DORCHIES et al, 2012 cité par FOURCADE, 2012). III.2.2. Extraction des larvesIII.2.2.1. Technique de BaermannC'est la technique la plus employée. Le principe de la technique de Baermann est d'extraire des larves (L3) vivantes de la masse fécale mis en culture, en utilisant leurs propriétés d'hygrotropisme positif et phototropisme négatif (FOREYT, 1989 cité par MOUSSOUMI, 2014). On prélève 20g de matière fécale qu'on place dans une gaze. La gaze est déposée dans une passoire suspendue dans un entonnoir rempli d'eau (le tamis doit être en contact avec l'eau, la gaze doit s'imbiber d'eau) relié à un tube en caoutchouc fermé à son extrémité distale afin de maintenir le volume d'eau. Laisser reposer 6 à 24heures. Au bout de 24h, on recueille 10 ml du liquide devant contenir les larves dans un pot. Centrifuger si possible ces 10 ml pendant 3 mm à 1500-2000 tours/minute. Rejeter 9 ml et homogénéiser la partie restante à l'aide d'un agitateur. Aspirer quelques gouttes et examiner au microscope entre lame et lamelle (GRABER et al (1984). Les larves sont facilement observables à la loupe binoculaire (objectif x2 à x4) ou au microscope à faible grossissement. Pour leur identification, les larvespeuvent être immobilisées par une goutte d'iodomercurate de potassium ou une goutte de Lugol.
Figure 18: Schéma de montage de Baermann (GRABER et al, 1983) III.2.2.2. Technique de Mc kennaCette méthode est une variante de la méthode précédente et nécessite moins de matériel. Avec 20g de matière fécale placé dans une gaze sont déposées dans une passoire (ou attachée en aumônière ) suspendue dans un verre à pied rempli d'eau composé d'un tamis. Le tamis doit être en contact avec l'eau, la gaze doit s'imbiber d'eau. La suite de la procédure est identique à la méthode de Baermann (LATHUILLIERE, 2018). D'autres méthodes allient coproculture et extraction existent (GRABER et al, 1983): La méthode de culture sur papier filtre en tube La méthode de HO-THI-SANG DEUXIEME PARTIE : ETUDE DE LA PREVALENCE DES PARASITOSES GASTRO INTESTINALES CHEZ LES DROMADAIRES DANS LES ELEVAGES PERI URBAINS DE TAHOUACHAPITRE IV. MATERIEL ET METHODEIV.1. Cadre de l'étudeL'étude a été conduite dans la zone péri-urbaine de Tahoua de Mai à Juin 2019. Cette zone va dans un rayon de 25 km du centre-ville (SNV, 2013). Les analyses ont été effectuées à la Direction Régionale du Laboratoire Centrale de l'Elevage (LABOCEL) de Tahoua créée depuis 1984 sous le nom de « Antenne de laboratoire centralde l'élevage ». Elle a pour missions,les prestations de proximité, des diagnostics vétérinaires, l'encadrement des stagiaires, la conception, la planification et l'application des programmes d'enquêtes épidémiologiques et de recherche sur la santé animale. IV.2.MatérielIV.2.1.Matériel animal : les dromadairesCette étude n'a intéressé que les dromadaires des élevages péri urbains de la ville de Tahoua. Toutes les catégories des dromadaires (adulte, jeunes et chamelons) sont pris en compte sans considération de sexe, ni de race. IV.2.2.Matériels de terrainIls sont constitués entre autres : - d'un appareil numérique pour les prises de vue ; - d'un GPS pour le géo référencement des élevages ; - d'un lot de marqueurs, stylos et crayons ; - d'un véhicule 4x4 pour les déplacements sur le terrain; - d'une caisse pharmaceutique d'intervention rapide (antibiotique, antiseptique) - d'une glacière pour la conservation et le transport des prélèvements ; - des accumulateurs de froid pour assurer la chaine de froid ; - des fiches de collecte des données (race, âge, sexe, embonpoint, poids) ; - des gants en caoutchouc pour le prélèvement des fèces ; IV.2.3.Matériels et produitde laboratoireIV.2.3.1. Matériels et produit de CoproscopieLes principaux matériels(Figure 19) utilisés pour les analyses coproscopiques sont : - Une balance pour la pesée des fèces ; - Un mortier et un pilon en porcelaine pour diluer les fèces ; - Le bécher pour la mesure de la solution dense NACL à 26,4% ; - Un tamis et des gazes pour tamiser la suspension ; - Des pots pour verser la suspension ; - Une pipette automatiqueetcônes adaptables pour le chargement des lames Mac Master ; - Des lames de Mac-Master pour le comptage des éléments parasitaires ; - Un microscope binoculaire Zeisspour la lecture et le comptage des oeufs ; - Une solution dense du sel (NACL) à 26,4 % utilisée pour la flottaison des fèces et - D'un Erlenmeyer 1000 ml pour la préparation de la solution.
Figure 19: Photographie des matériels d'analyse coproscopique IV.2.3.2. Matériels et produit de Coproculture et d'extraction des larves- un mortier et un pilon en porcelaine pour écraser les matières fécales ; - de boîtes de pétri ; - de papier filtre ; - un dispositif de Baermann (montage maison) ; - des pots pour récupérer le filtrat des larves ; - des lames et lamelles ; - une centrifugeuse électrique de marque Histam; - un agitateur électrique vortex ; - une solution d'Alcool à 90° pour immobiliser les larves en vue de faciliter l'identification. IV.3. MéthodesIV.3.1. Méthodes sur le terrainIV.3.1.1.EchantillonnageIl n'y a pas des critères particuliers de sélection des élevages. Le seul critère appliqué, c'est d'accepter de collaborer avec l'équipe dans le cadre de cette enquête. L'étude a concernée tous les élevages péri urbains de dromadaire de la ville de Tahoua qui ont acceptéde collaborer pour le prélèvement du sang, des fèces et du lait sur leurs animaux en contrepartie de la restitution des résultats d'analyses et des traitements des cas positifs aux parasitoses digestifs et à la trypanosomiase. Il est à noter que cette étude est couplée à deux autres études sur la trypanosomiase cameline et la production, l'hygiène et la qualité du lait de chamelle. Pour cibler les élevages, une préenquête a été faite au niveau des vendeurs de lait de chamelle dans la ville de Tahoua, des collecteurs et distributeurs du lait, de la Direction Régionale (DREL) de l'Elevage de Tahoua et du Service Communal de l'élevage de Tahoua en vue de situer géographiquement les principaux éleveurs acteurs d'élevages de dromadaires. Dans un second temps, en collaboration avec le Laboratoire, une série des missions deprise de contact a été organisé pour établir une liste exhaustive d'éleveurs et leurs localisations. C'est ainsi qu'une liste de vingt un (21) élevages apu être établie et cinq principaux sites identifiés (Bagga, Fadama Nomao, Tadabokatt, Kalibitan, Dakaché). Ensuite des visites individuelles au niveau des élevages ont été faites pour expliquer la méthodologie du travail, recenser les effectifs et programmer les sorties pour les activités. A la fin de cette préenquêtecertains éleveurs ont renoncé et l'étude a continué dans seize (16) élevages (Annexe 1), 1V.3.1.2.Lieux de prélèvementsLes sites d'élevage de dromadaire sont surtout localisés au niveau des vallées autour de la ville de Tahoua. Les élevages sont localisés au niveau de quatre sites ou unités épidémiologiques à savoir `Fadama Nomao, Tadabokatt, Kalibitan et Dakaché. Les prélèvements ont été effectués tôt les matins au niveau des élevages et du puits (4 troupeaux) en ce qui concerne l'unité de «Fadama Nomao » lors des abreuvements des animaux pour faciliter le regroupement et la contention des dromadaires. IV.3.1.3.Choix des animauxDans chaque troupeau, les éleveurs sélectionnent au minimum 10 animaux en respectant au mieux les catégories d'âge et de sexe représentatifs du troupeau. Ce sont au moins dix échantillons qui ont été prélevés par élevage (figure 20).
Figure 20:Nombre des dromadaires prélevés par troupeau IV.3.1.4. Prélèvement des fècesLes prélèvements de fèces ont été réalisés directement dans le rectum de l'animal à l'aide d'un gant en caoutchouc (figure 21). Ce dernier est ensuite retourné, noué et identifié avec le numéro de la fiche de l'animal. Ce qui assure donc la traçabilité de l'échantillon, et permet de donner aux éleveurs les résultats individuels de leurs troupeaux. Les prélèvements sont ensuite placés dans une glacière contenant des accumulateurs de froid pour être acheminé au laboratoire régional de l'élevage de Tahoua pour analyse. Au moment des prélèvements, l'animal est identifié à l'aide d'une fiche (annexe n°2) et des données dont entre autre la race de l'animal, le sexe (mâle ou femelle), l'âge (donné généralement par l'éleveur), l'embonpoint (Bon, Moyen, Médiocre) sont collectées.
Figure 21: Photographie des prélèvements de fèces sur le terrain IV.3.2. Méthodes d'analyseIV.3.2.1. Méthode de coproscopieLa technique de Mac-Master(méthode de flottaison de comptage) a été utilisée pour rechercher et identifier les oeufs de nématodes, cestodes et les oocystes de coccidies. Le procédé se résume comme suit : les matières fécales sont trituréesdans les gants et 5 g sont pesés à l'aide d'une balance, puis versés dans un mortier ou les matières sont délayer progressivement avec 70 ml de la solutiondense de chlorure de sodium (26,4 %) jusqu'à l'obtention d'une suspension fécale homogène. La suspension estfiltrée dans des pots avec un tamis renforcé par des compresses pour enlever le maximum des débris. Puisà l'aide d'une pipette, les chambres de la lame de Mac-Master sont remplies avec la suspension fécale. La lame de Mac-Master remplie est laissée pendant 10 à 15 mm avant d'être observé au microscope au grossissement 10x40. Les oeufs sont identifiés et comptés suivant chaque colonne de la chambre de la lame.
Figure 22: Photographie de la coproscopie (a : pesé de fèces, b : lames de Mac Master remplies) IV.3.2.2. Méthode d'identification et comptage des d'oeufsL'identification est faite selon la morphologie des oeufs suivant la clé de détermination des principaux oeufs de GRABER et PERROTIN (1983). N = n x 100 Le nombre d'oeufs (N) par gramme de matière fécale (OPG) de chaque type de parasite est calculé suivant la formule suivante : soit le nombre d'oeuf (n) dans une chambre multiplié par 100 : IV.3.2.3. Méthode de coprocultureLes matières fécales positives sont mises en culture. Pour chaque troupeau, les fèces sont mises en culture en lot, en fonction du sexe et de la classe d'âge (catégorie) de l'animal. Nous avons mis en culture les matières fécales pour identifier le genre de strongle. Le protocole appliqué est celui de la méthode de Brumpt ou coproculture en boîte de pétri. Nous avons mélangé les fècesde chaque lot, puis nous les avons triturésavec le mortier et pilon en porcelaine, en ajoutant de l'eau de robinet jusqu'à obtenir une pâte molle. La pâte est étalé dans des boites de Pétri au fond des quelles se trouvent des papiers filtre. Les boites de Pétri sont identifiés (N° du troupeau, date de mise en culture, sexe, classe d'âge et date de récolte) avant d'être déposé au fond d'une enceinte contenant soit du coton humecté d'eau soit un tissu humecté d'eau, le tout est couvert partiellement avec un carton. Les boites de Pétri sont périodiquement ouvertes pendant quelques minutes pour aérer les matières fécales et le tissu/Cotton humectés. Au bout de 8 à 10 jours, on passe à l'extraction des larves.
Figure 23: Photographie des matières fécales en culture dans des boites de Pétri IV.3.2.4. Méthode de récolte de larves de stronglesLa récolte des larves est faiteselon la technique de Baermann. Avec des moyens locaux, il a été reconstitué le dispositif de Baermann (figure 24) et procédé comme suit, une quantité de matière fécale mis en culture est déposée sur un tamis à passoire qui est lui-même placé sur un entonnoir. Le robinet étant fermé, on remplit l'entonnoir avec de l'eau de robinet jusqu'à ce que la surface de l'eau touche le tamis (donc la préparation).
Figure 24: Dispositif utilisé pour la récolte des larves Apres 24h, on ouvre le robinet, l'eau devant contenir les larves est recueillie dans un pot. Dans un tube à essai, on prélève 9ml du filtratauquel on ajoute 1 ml d'alcool à 90° (pour immobiliser les larves et faciliter l'identification).Lefiltrat est centrifugé à l'aide d'une centrifugeuse électrique pendant 5 minutes à 5000 tours/minute. Le surnageant obtenu est éliminé afin de ne conserver que le culot. Ce dernier est homogénéisé avec un agitateur électrique ; à l'aide d'une pipette, 0.5ul sontprélevés et déposés entre lame et lamelle. La lecture se fait d'abord à la loupedu microscopepuis aux grossissements oculaires 10, 40 et 60 pour mettre en évidence les détails morphologiques des larves. On balaye la lame entière avec des mouvements permettant de parcourir la lame entière. IV.3.2.5. Méthode d'identification des larvesPlusieurs clés d'identification (Annexe 3 et 4) des larves dont celle de GRABERet al(1983), celle de GEVREY(1964) rapporté par DESVARIS, (2004) et le Guide RVC/FAO pour l'identification des oeufs et larves parasites des animaux domestiques sur le site internet https://www.rvc.ac.uk/review/Parasitology/Index.htm ont été utilisées. En général, l'identification des Larves L3 repose sur plusieurs paramètres dont la taille, la gaine, lescaractéristiques de l'oesophage et la forme des cellules intestinales (Figure n° 25).
Figure 25: Paramètres clés d'identification d'une larve (GEVREY J., 1964 rapporté par IROLA M., 2010) IV.4.Traitements des résultatsToutes les ont été saisies sur une base de données avec le logiciel Excel. La prévalence est calculée par la formule suivante : Prévalence (P): c'est le nombre des individus parasités (nP) sur le nombre des individus examinés (N). P = nP / N ×100 Les graphiques ont été réalisés avec les logiciels Excel. Le logiciel Special Package of Social Science (SPSS) version 19 a été utilisé pour effectuer le test de khideux de Pearson pour voir s'il existe ou non une différence significative de la prévalence entre les différentes modalités des variable troupeaux, sites, sexe, et âge. Les résultats ont été considérés significatifs lorsque p < 0,05. CHAPITRE V : RESULTATSV.1. Caractéristiques des élevages
Au cours de cette étude, 16 éleveursont accepté de collaborer. Ces élevages appartiennent à 94 % des Touaregs et 6 % aux peuls. Ils sont localisés à la périphérie de Tahoua au niveau de 3 vallées pour 15 élevages et au niveau d'unvillage périphérique pour 1 seul élevage. La figure n° 26 présente la localisation géographique des unités épidémiologiques où sites où sont localisés les troupeaux. Les sites de Fadama Nomaou et Dakaché sont au Sud de Tahoua et les sites de Tadabokatt et Kalibitan sont situés au Nord de la ville de Tahoua. Figure 26: localisation des unités épidémiologiques et des troupeaux L'alimentation des dromadaires au cours de cette étude, est basée essentiellement sur l'exploitation des pâturages aériens naturels. En saison hivernale, 75 % des éleveurs partent en transhumance vers la zone pastorale de Tchintabaraden, et25 % sont sédentaires. En saison sèche, au retour de la transhumance, leurs déplacements vers le Sud ne dépassentguère la zone d'Illela. L'âge moyen de tous les dromadaires étudiés est de 8,81#177;4.87 compris entre 0 et 19 ans. La taille des troupeaux varie de 14 à 47 têtes avec un nombre important des éleveurs qui ont plus de 20 têtes (Figure 27).
Figure 27: Relation entre le nombre d'éleveurs et la taille des troupeaux Ainsi, 38 % des éleveurs possèdent un troupeaudont la taille est inférieure à 20 têtes; 38 % ont un troupeau entre 21 et 30 têtes et 26 % ont un troupeau deplus de 30 têtes. La taille moyenne des troupeaux est de 26,06#177;10.17compris de 14 à 47individus. La structure des troupeaux est caractérisée par une prédominance des femellesadulteset des jeunes (figure28). C'est le cas des troupeaux dont la taille est inférieure à 20 têtes qui comprennent en moyenne 9 femelles. Ceux dont la taille se situe entre 21 et 30 comprennent en moyenne 15 femelles. Le nombre important des femelles et des jeunes, par rapport à celui des mâles adultes, fait de cet élevage un élevage de reproduction ou naisseur.
Figure 28: Structure des troupeaux V.2.Structure des troupeaux concernés par l'étudeL'étude a concerné 175 dromadaires, tous de race Azawak, dont 150 femelles et 25 mâles. V.2.1.Répartition des animaux parunité épidémiologique où siteLes troupeaux sont concentrés au niveau de 4 sites à savoir Fadama Nomao, Tadabokatt, Kalibitan et Dakaché. La figure n° 29donne la répartition des dromadaires selon les sites de prélèvements de la zone péri urbaine de Tahoua.
Figure 29: Répartition des dromadaires par sites V.2.2.Répartition des animaux par âgeAfin d'étudier la répartition des dromadaires selon l`âge, on les a groupés en 3 classes: 0 à 12 mois :Chamelons 13 mois à 60 mois :Jeunes ; Plus de 60 mois : Adultes. Les dromadaires échantillonnéssont âgés de 0 à 25 ans, soit une moyenne d'âge de 8.8 #177; 4.9. La figure n° 30 présente la répartition des animaux par classes d'âges. Les adultes représentent 75.43 %, les jeunes 15.43% et les chamelons 9.14%.
Figure 30: Répartition des dromadaires selon la classe d'âge V.2.3. Répartition des animaux par sexeLa figure n° 31représente la répartition des dromadaires étudiés selon le sexe. Il s'agit de 25 mâles et 150 femelles.On remarque que sur les 175 dromadaires, 14.29 % sont des mâles avec un sex-ratio de 0.16
Figure 31: Répartition des dromadaires selon le sexe V.3.Résultats de la coproscopieV.3.1. La charge parasitaireLe nombre d'oeuf par gramme (opg) de fèces, traduit le niveau d'infestation ou l'importance de la population des parasites qu'hébergent les animaux. Les dromadaires étudiés sont parasités par des nématodes (strongles, strongyloïdes, trichures) et des cestodes (moniezia). Ils sont fortement chargés en parasitesavec une moyenne générale de 1489#177;1399. Le niveau d'infestation est très hétérogène au sein des animaux d'étude (variation de 0 opg à 13000 opg). La charge moyenne en nématodes est de 1476#177;1402et celle en cestodes est de 17#177;16opg. V.3.1.1. La charge parasitaire selon le sexeLes résultats concernant la charge parasitaire en fonction du sexe sont donnés dans le tableau n° 3. Tableau 3 :Niveau de charge parasitaire des dromadaires selon le sexe (en opg)
V.3.1.2. La charge parasitaire selon le siteSelon le site, le site de Kalibitan présente des dromadaires les plus chargés avec une moyenne de 2107#177;1787 suivis des sites de Tadabokatt (1309#177;1213), F. Nomao (868#177;814) et Dakaché (673#177;508). Tableau 4: Niveau de charge parasitaire des dromadaires selon le site (en opg)
V.3.1.3. La charge parasitaire selon l'âgeLe tableau n° 5 donne les charges parasitaires moyennes en fonction de l'âge. Les adultes présentent les charges parasitaires les plus élevés. Tableau 5: Niveau de charge parasitairedes dromadaires selon l'âge (en opg)
V.3.1.4. Niveau d'infestation parasitaire chez les dromadairesSelon GRABER et PERROTIN(1983), le degré ou l'intensité d'infestation peut être classée en 4 groupes selon le niveau : Faible : < 400 opg Moyen : [400 - 1000[opg Fort : de [1000 - 2500[opg Massif : >2500 opg Le Tableau n°6montre que 16 % des dromadaires présentent un niveau de charge parasitaire faible, 26,29 % ont un niveau de charge moyen, 37 dromadaires soit 21,14 % ontun niveau de charge parasitaire fort et 20.57 % ont un degré d'infestation massif. Tableau 6: Proportion des dromadaires selon la charge parasitaire
V.3.2. Prévalence parasitologiqueAu total, 175 prélèvements de fèces de dromadaire ont été prélevés et analysés individuellement. Les résultats des coproscopies sont résumés dans le tableau n°7.Le détail des résultats est joint en annexe (annexe 5). D'après les résultats de coproscopie, le taux d'infestation des dromadaires par les strongles est le plus important à raison de 146 animaux sur 175 soit 83,43 %, suivi de l'infestation par les cestodes digestives avec un taux de 05,14 % puis par les Strongyloïdes qui infestent moins pour taux de 2,86% et enfin les Trichures avec une prévalence très faible de 0,57 %. Tableau 7: Résultats des coproscopies
L'examen coproscopique a révélé que sur les 175 dromadaires prélevés, 16 % sont indemnes de toute parasitose gastro intestinale (cas négatifs), contre 84 % de dromadaire infestés. (Figure 32).
Figure 32: Taux descas positifs et négatifs des résultats de coproscopie Ces résultats révèlent aussi différentes formes d'infestations, simple, double et tripleavec des taux de prévalences variés (Figure 33).
Figure 33: Prévalence de type de parasitisme (mono et poly parasitisme) Parmi les 147 dromadaires parasités, 13 soit 8,84 % sont poly parasités, alors que 134 individus sont porteurs d'un seul parasite soit 91,16 %. Le tableau n°8 montre les principales associations qui ont été observées entre les parasites. Tableau 8: Types d'association de parasitisme observé
V.3.2.1. Prévalence parasitologique selon les troupeauxTous les troupeaux présentent des prévalencessupérieures à 50%. La figure n° 34 montre la prévalence individuelledes parasitoses individuelles en fonction des troupeaux, elle varie de 60 % à 100%.
Figure 34: Prévalence des parasitoses selon les troupeaux V.3.2.2. Prévalence parasitologique selon les sitesLes prélèvements ont été effectués au niveau de 4 sites avec des proportions d'animaux différents. Fadama Nomao (41/175) soit 23.43%, Tadabokatt (35/175) soit 20%, Kalibitan (84/175) soit 48% et Dakaché (15/175) soit 8.57%. La prévalence selon le lieu de prélèvement (figure 35) varie de 66.66% (Dakaché) à 86.90 % (Kalibitan).
Figure 35: Prévalence des parasitoses selon les sites V.3.2.3. Prévalence parasitologique selon le sexeLa figure n°36 présente la prévalence en fonction du sexe. Les femelles ont une prévalence de 80,09 % alors qu'elle est de 70.83 % chez les mâles.
Figure 36: Prévalence parasitologique selon le sexe V.3.2.4. Prévalence parasitologique selon l'âgeLa figuren° 37 donne la prévalence globale des analyses coproscopiques selon la classe d'âge. Il apparait que la prévalence augmente avec l'âge, elle est de 66.66% chez les chamelons, 78.78% chez les jeunes et 85.61% chez les adultes de plus de 5 ans.
Figure 37:Prévalence des parasitoses selon la classe d'âge V.4.La coprocultureAu total 47 montages ont été réalisés dans des boite de Pétri en fonction des troupeaux, du sexe (Mâle et femelle) et des catégories d'âge des dromadaires (chamelons, jeunes et adultes), dont 10 ont été inexploitables. Le résultat ci-après concerne 37 montages. Le tableau n°9 donne les détails des cultures faites par sexe et par catégorie d'âge.Le détail des résultats est joint en annexe (annexe 6) Tableau 9: Proportion des coprocultures en fonction du sexe et de la classe d'âge
Dans les 37 coprocultures, 6 genres de larves de strongles ont été identifiées, il s'agit de : - Haemonchus sp ; - Oesophagostomum sp ; - Cooperia sp ; - Trychostrongilus sp ; - Bunostomum sp et - Nématodirus sp. La figure n° 38montre quelques photographies de larves observées au cours de l'étude (grossissement X400) :
- Figure 38: Photographie de quelques larves identifiées Il apparaitpar ordre d'importance (figure n°39), que le genre Haemonchus spest le plus important (44,11%), suivis de Trychonstrongylus sp (18,42%),Bunostomum sp (11,84%), Cooperia sp (10,53%), Oesophagostomum sp(09,21%), et Nematodirus sp (07,89%).
Figure 39: Proportion de larves identifiées selon le genre Plusieurs types d'association de larves de strongles ont été observés dont le plus fréquent est l'association double avec 54,06% des cas (figure 40). Il s'agit de 8 cas d'association simple, 20 cas d'association double, 8 cas d'association triple et 1 cas d'association quadruple (Tableau10).
Figure 40: Typed'association de larves de strongles (simple et multiples) Tableau 10: Fréquence de larves de strongles identifiées selon le type d'association
CHAPITRE VI. DISCUSSIONVI.1. Caractéristiques des élevagesLe système d'élevage pratiqué est exclusivement de type extensif, basé sur l'exploitation des pâturages naturels généralement les ligneux. Néanmoins, les éleveurs apportent une complémentation, généralement les résidus de culture lors des périodes ou les pâturages sont rares. La taille moyenne d'un troupeau de dromadaires dans les élevages est de 26 têtes par élevages, proche de celle rapporté par CHAIBOU, (2005) qui a trouvée 28 têtes par élevages. Selon la proportion, environ 70 % des éleveurs possède plus de 20 têtes par troupeau. Ces résultatsconcordent avec celui observé par SIBOUKEUR, (2006) en Algérie et CHAIBOU, (2005) dans la zone péri urbaine d'Agadezqui ont observés une dominance des élevages ayant entre 20 et 50 animaux.Une des caractéristiques des élevages étudiés est la mobilité. En effet, ces élevages se déplacent à l'intérieur de leurs terroirs d'attacheà travers le nomadisme pendant la saison sèche, et 75 % de ces éleveurs vont vers la zone pastorale pendant la saison pluvieuse, faisant de cet élevage un élevage extensif transhumant.Lors de notre étude, les élevages sont constitués uniquement de la race Azawak, race élevée généralement par les Touaregs comme rapporté par PACHOLEK et al (2000) et CHAIBOU (2005). VI.2. Résultats de coproscopieVI.2.1. Charge parasitaireLes dromadaires étudiés sont fortement infestés en parasites. La charge parasitaire moyenne de 1489 #177;1399 opg des dromadaires est dans le seuil à partir duquel le parasitisme infection passe au stade de parasitisme maladie.74,29 % des dromadaires présentent un niveau de charge parasitaire faible et moyen, de moins de 1000 opg (Seuil considéré comme seuil de "pathogénicité" par Euzéby, (1981) cité par HAID (1988). 41,71 % des dromadaires sont dans une phase de `parasitisme maladie' dont 21,14 % avec un niveau de charge parasitaire fort et 20.57 % ont un degré d'infestation massif. La charge en strongles est massive, car HAIDO (1986) rapportant Euzeby, estime l'opg à partir duquel on peut estimer qu'il y'a maladie est de 200opg. Les moyennes des charges en strongles trouvés sont supérieurs à celles trouvés par HAIDO (1988) à Niamey pendant la saison sèche et pluvieuse où il a trouvé une moyenne de 702 opg et par celle trouvé par BALETE (2000) à Dakar ( Sénégal) où il a trouvé une charge moyenne en strongle de 300 opg. Pour les Strongyloïdeset les trichures,les moyennes obtenus14#177;13 et 1#177;1, sont inférieures à celles trouvés par HAIDO (1988) à Niamey où il a obtenu respectivement pour les strongyloïdes et les trichures, 233 opg et 257 opg. Pour les cestodoses, la moyenne de charge de moniezia de 13#177;24opg qui semble faibleest à prendre au sérieux compte tenu du mode de vie des cestodes. Aussi HAIDO (1988) rapportant toujours Euzeby, souligne que l'interprétation des résultats coproscopiques doit se faire avec prudence car beaucoup de facteurs influence la valeur de l'opg, en effet : - La ponte des femelles des vers parasites est sujette à des variations quotidiennes, si bien que les résultats de la coprologie peuventvarier d'un jour à l'autre, d'un moment de prélèvement à un autre chez le même individu ; - La prolificité des femelles est variable selon le parasite ; - L'état immunitaire de l'hôte intervient par le phénomène d'inhibition de ponte. En fonction des différentes variables, les charges parasitaires sont plus importantes au niveau de Tadabokatt et Kalibitan (? 1000opg) que Fadama Nomaou et Dakaché (? 1000 opg). Cette situation peut s'expliquer par les conditions environnementales qui diffèrent selon les sites, les premiers sites sont plus humides et concentre plus les animaux que les seconds sites. Selon le sexe, globalement les femelles sont légèrement plus chargées (1541#177;1417opg)que les mâles(1510 #177;1063opg) surement due aux différents stress que subissent les femelles (gestation, lactation, traite) affaiblissant leurs organismes. Cependant pour les moniezia, les mâles sont plus infestés que les femelles. VI.2.3. Prévalence parasitologiqueLa prévalence globale trouvée est de 84%. Ce taux est supérieur à ceux trouvés par TAGER-KAGAN (1986) à Zinder, Tahoua et Niamey ou il a trouvé respectivement une prévalence de 81 %, 80% et 78 %. Il est aussi supérieur au résultat de BALETE (2000) à Dakar ou la prévalence a été de 78,4%.Il est cependant inferieur au résultat de AZHAR (2017) en Algérie ou elle a trouvé sur 110 coproscopies de dromadaires que 95 sont infestés soit une prévalence de 86%. Selon la classe des parasites, La prévalence en nématode est de 82.86 % est supérieure à la prévalence des cestodes qui est de 5,14%. La dominance de l'infestation des dromadaires par les nématodes est en accord avec les résultats de TAGER-KAGAN et al(1986)qui ont également observés une prévalence plus élevée des nématodes. Le résultat de la présente étude a également révélé un taux élevé de parasitoses gastro-intestinaux chez les adultes par rapport aux jeunes et aux chamelons, même si il n'y a pas une différence significative entre les prévalences (khi deux=2.291 ; ddl=2; p=0.318). Ces résultats confirment les constats de RICHARD (1986) qui estime que les dromadaires âgés sont plus sensibles. Cependant nos résultats ne sont pas conforment aux études de AFOUTNI, (2014) qui a observé une prévalence décroissante avec l'âge. La prévalence varie d'un troupeau à un autre avec 60% comme la plus faible prévalence. Plus de 30% des troupeaux sont à 100% infestés. Il n'existe pas une différence significative inter troupeaux entre la prévalence des parasitoses (khi deux=19,888 ; ddl=15 ; p = 0,148). Cette forte prévalence au niveau de tous les élevages peut s'expliquer par le manque du déparasitage systématique des animaux par les éleveurs, mais aussi par la pratique de pâturage commun avec les petits ruminants qui est une cause favorisante d'infestation des dromadaires surtout en strongles (GRABER et al, 1983). Concernant lesStrongyloïdoses, la prévalence de cette parasitose est très faible (2,86%) et inférieureà celle trouvée par HAIDO, (1988) à Niamey où 15 % des dromadaires ont présentés une infestation par les Strongyloïdes. TAGER-KAGAN (1984) dans les études à Niamey, Tahoua et Zinder ne fait pas cas des résultats de prévalences des Strongyloïdoses. Dans une étude réalisée au Pakistan, MUHAMMAD et al (2018) ont observé la même prévalence que celle de notre étude (2,86%). Les résultats les plus marquants sont ceux des Strongylosesavec une prévalence de 82.43%, nettement supérieure à celles observées par TAGER-KAGAN (1984) à Niamey (40%), à Tahoua (57%) et à Zinder (53%). Ces résultats sont aussi supérieurs aux résultats de HAIDO (1988) à Niamey où il a observé une prévalence de 57,5 %. Cependant, ils sont similaires aux résultats trouvés par YAKAKA (2017) au Nigeria avec une prévalence de 83%. En ce qui concerne lesMoniezioses, la prévalence globale enregistrée lors de nos analyses coproscopiques qui est de 5,14 %,est similaire avec celle observée en Algérie (5.26%) par AZHAR (2017). Elle est la plus importante après celle de strongyloses. Cependant elle semble être une parasitose mineure au Niger. En effet,TAGER-KAGAN P. et al(1984) dans ses résultats coproscopiques au niveau des marchés à bétail à Niamey, Tahoua et Zinder ne fait pas cas des oeufs de moniezia, mais dans ses résultats d'autopsies pratiquées dans les mêmes localités, il a observé des parasites adultes de cestodes dont le genre Stilesia est le plus important par rapport aux 2 autres genres avec une prévalence globale de cestodes (Stilesia sp.,Moniezia sp., Avitellina sp.) de 49% à Niamey, 92% à Tahoua et 57% à Zinder. Cette étude a montré une prévalence plus élevée chez les femelles (86,00%)par rapport aux mâles (72.00 %), soit une différence de 14,00%. Ces résultats sont similaires aux résultats de BALETE(2000) à Dakar qui a trouvé aussi que les femelles(25%) sont plus infestées que les mâles(15%). Mais ils sontcontraires àceux trouvés en Algérie par AFOUTNI (2014) qui sont exactement l'inverse (prévalence chez les mâles de 63% contre 37% chez les femelles). Pour la coproculture, les résultats obtenus ont une particularité de mettre en évidence le genre Bunostomum sp, alors qu'il n'est signalé ni par TAGER-KAGAN (1986), ni par HAIDO (1988) dans leurs autopsies helminthologiques. Le tube digestif du dromadaire est riche d'une cinquantaine d'espèces (DAKKAK et al, 1987). VI.2.3. La coprocultureLa fréquence du genre Haemonchus sp est la plus importante quelques soient les troupeaux, les sites, le sexe et la classe d'âge.Ce qui concorde au constat fait par DAKKAK et al, (1987) dans la revue bibliographique des helminthes et helminthoses du dromadaire et selon lequel Haemonchus est le genre le plus important tant par sa fréquence que par sa pathogénie. Les autres genres sont diversement trouvés. Seul le genre Nematodirus spa été trouvé au niveau du troupeau 13.La prévalence de Trychostrongilus sp est plus importante au niveau de Kalibitan et Fadama Nomao. La prévalenced'Oesophagostomum sp est plus importante à Tadabokatt, Fadama Nomaou et Kalibitan. CONCLUSION - RECOMMANDATIONSAu Niger, les camelins participent comme les autres espèces animales, aux productions de lait, de cuir, de viande et de travail.Ilsjouent aussi un rôle d'équilibre écologique important dans les écosystèmes arides et semi arides. Même si le dromadaire est un ·animal qui se distingue par sa très grande résistance aux conditions arides du milieu sahélien, il semble fragile devant les maladies. La présente étude menée sur 175 dromadaires, a mis en évidence l'existence d'une forte prévalence des parasitoses (84%) et d'un poly-parasitisme à nématodes et cestodes dans la zone péri urbains de Tahoua. Ces dromadaires hébergent plusieurs espèces de parasites dont : Haemonchus sp, Trychostrongilus sp, Bunostomum sp, Cooperia sp, Oesophagostomum sp, et Nematodirus sp, moniezia sp, Strongyloïdes sp et trichuris sp. Ces parasites touchent tous les dromadaires sans distinction du troupeau, du sexe, d'âge et de lieu. Les charges parasitaires sont massives surtout pour les strongles avec une moyenne de 1469 #177;1398opg dépassant largement le seuil de maladie. Le poly-parasitisme et la charge massive des parasites, dans une zone péri urbaine de Tahoua et pour des élevages de productions constituent un obstacle à l'élevage des dromadaires. Dans ces conditions, la lutte contre les Helminthoses par traitement systématique des animaux devrait être développée. A l'issue de cette étude et compte tenu de la prévalence et des charges élevées des infestations gastro intestinales; les recommandations suivantes sont formulées : v A l'état : - De poursuivre les recherches sur toute l'année pour avoir ladynamique des parasitoses; - Elargir les recherches de manière à avoir des données épidémiologiquesnational pour une meilleure prise en charge des parasitoses. En effet, il est nécessaire après plus de 30 ans des dernières études sur le dromadaire, d'actualiser les données épidémiologiques au Niger. ; - D'appuyer financièrement et matériellementles laboratoires (Labocel) de recherche et de diagnostic pour des analyses plus poussées ; - De sensibiliser les cliniciens à pratiquer des diagnostics de laboratoire avant toute intervention pour ne pas rater les traitements ; - De sensibiliser les éleveurs au problème du parasitisme digestif, v Aux éleveurs En vue d'améliorer la santé des dromadaires - De pratiquer périodiquement des analyses coprologiques pour avoir le bilan parasitaire de leurs troupeaux ; - De déparasiter au moins deux fois dans l'année leurs troupeaux, - D'utiliser l'Albendazole avec une forte dose compte tenu de la présence de cestodoses. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUEABDEL-RADY A. (2014) : Epidemilliogical studies in parasitic infestations in camels (camelus dromadaries) in Egypte. IJAVMS, Vol. 8, Issue 5, 2014: 142-149 AFOUTNI L. (2014) : Les Helminthoses de l'appareil digestif du dromadaire. Étude post- mortem dans les abattoirs, Mémoire de Magistère. Université Kasdi Merbah-Ouargla, Algerie, 136 pages ALAIN V. (2012) : Les parasites. Université de Montréal, Faculté de médecine vétérinaire, Saint Hyacinthe. France, brochure, 9 pages ALEXIA D. (2010) : Recherche de gènes impliqués dans l'installation du strongle Haemonchus contortus par une approche transcriptonique. Thèse de Doctorat. Université François Rabelais. Tours, France, 162 pages AUBRY P. BERNARD A.G, (2018) : Parasitoses digestives dues à des nématodes. Centre René Labusquière, Institut de Médecine Tropicale, Université de Bordeaux. France, 14 pages AUTEF P. (2008) : La Strongyloïdose des agneaux. Fiche N° 139, Société National des Groupements techniques Vétérinaires (SNGTV), 38 pages BALETE G. (2000) : Contribution à l'étude de la trypanosomose à trypanosome evanci et des nématodes gastro - intestinales chez le dromadaire dans la région septentrionale de Sénégal. Institut d'élevage et de médecine vétérinaire des Pays Tropicaux, édition du point vétérinaire, Thèse de Docteur vétérinaire, Sénégal, 103 pages BLAJAN L, LASNAMI K., (1989) : Nutrition et pathologie du dromadaire. Options Méditerranéennes -Série Séminaires - n° 2 - 1989: 131-139. 9 pages. CHAIBOU M. (2005) : Productivité zootechnique du désert : le cas du bassin laitier d'Agadez au Niger, thèse de Docteur ès Sciences. Université de Montpellier II, Montpellier.310 pages CHARTIER C. (2013) : Les bases du traitement sélectif des strongyloses digestives des ruminants : enjeux, pourquoi, comment ? Présentation à la Journée UMT Santé des Bovins, 25 pages COUDRAY A. (2006) : Nématodes de l'abomasum du dromadaire au Maroc : enquête épidémiologique. Thèse de Docteur vétérinaire, 2006, 71 pages COUDRAY A. (2006) : Parasitoses abomasales du dromadaire au Maroc. Mémoire d'études approfondies vétérinaires. Université de Toulouse, 49 pages CUT (2017) : Programme de Développement Régional de Tahoua 2016-2020, 78 pages DAKKAK A, OUHELLI H. (1987) : Helminthes et Helminthoses du dromadaire. Revue bibliographique, Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 1987, 6 (2), 423-445. DELERUE M. (2017) : Comment réaliser une coproscopie ? Fiche technique, 2 pages DESVARS A. (2004) : Enquête sur le parasitisme, mémoire de de stage CEAV.PARC, 144 pages DIRECTION DE LA STATISTIQUE/MAEG (2018) : rapport de statistique 2018 FASSI F. (1987) : Les maladies des camélidés, Rev. sci. tech. Off.int. Epiz. 21 pages FAYE B, VIAS-FRANCK G, CHAIBOU M. (2013) : Le dromadaire profite-t-il du changement climatique? Courrier de l'environnement de l'INRA n°?63, 10 pages FAYE B. (2009) : L'élevage des grands camélidés : vers un changement de paradigme, Renc Rech ruminants, 4 pages FOURCADE R. (2012) : Mise au point sur les méthodes de dépistage des parasitoses chez les bovins (autopsies exclues). Thèse de docteur vétérinaire. Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse, 172 pages GRABER M. (1969) : Essais de traitement du parasitisme gastro intestinal du dromadaire au moyen du tétramisole. Première observation. Rev. Elev. Med vet.trop 8 pages GRABER M. PERROTIN Ch. (1983) : Helminthes et Helminthoses des ruminants domestiques d'Afriques Tropicale. Institut d'élevage et de médecine vétérinaire des Pays Tropicaux, édition du point vétérinaire, 359 pages GRUVEL J, GRABER M. (1965) : quelques résultats d'enquêtes récentes sur la Globidiose du dromadaire au Tchad. Rev. Elev. Med vet.trop., 1965, 16, 4 (423-428). 7 pages HADIZATOU A. (2017) : Analyse de la chaine de la valeur du lait de chamelle dans la ville de Tahoua. Mémoire de licence en sciences agronomiques, Université de Tahoua, 26p ; HAIDO A.M. (1988) : Les nématodes gastro intestinaux du dromadaire (Camelus dromadarius) au Niger, thèse de docteur vétérinaire, école inter· états des sciences et médecine vétérinaires, Sénégal,125 pages HUNTER A. (1994) : La santé animale. 2. Principales maladies. Agricultures tropicales en poche, 314 pages INS NIGER (2016) : Tableau de bord social, 117 pages INS NIGER (2016) : Tahoua en chiffres, dépliant, 2 pages INS NIGER (2018) : Annuaire statistique régional de Tahoua 2013-2017, 173 pages INSTITUT DE L'ELEVAGE (2015): Maitrise du risque parasitaire lié aux strongles digestifs en troupeaux bovins laitiers. Stratégie et outils pour optimiser l'usage des vermifuges. 2015, 123 pages IROLA M. (2010) : le diagnostic et le traitement des parasitoses digestives des équidés. Thèse pour le doctorat vétérinaire. Ecole Nationale Vétérinaire d'Alfort. 190 pages. KABORE A. (2006) : Parasites gastro intestinaux des zébus laitier de race Azawak et Peul soudanien en zone nord soudanienne du Burkina Faso : évolution en saison humide. Mémoire de DEA, 56 pages LAJOIX-NOUHAUD E. (2011) : Epidémiologie, diagnostic et traitement de quelques parasitoses équines. Etude expérimentale menée en limousin. Thèse pour le diplôme d'état de docteur en pharmacie, 110 pages LARRAT R. (1988) : Manuel vétérinaire des agents techniques de l'élevage Tropical. Institut d'élevage et de médecine vétérinaire des pays tropicaux, 520 pages LATHUILLIERE A. (2018) : Réalisation d'un atlas coproscopique sur des herbivores de parcs animaliers en France. Thèse de docteur vétérinaire, Université Claude-Bernard - Lyon I. 306 pages MAEG/DS, (2018) : Rapport de statistique 2018, 84 pages MAHAMADOU I. (2018) : Elevage non conventionnel dans la ville de Tahoua, pratiques et importance socioéconomique. Mémoire de licence en sciences agronomiques, Université de Tahoua, 49 pages MALACHIE M. (1998) : Etude de l'impact socio-économique du dromadaire (Camelus dromadarius) au Tchad, thèse 136 pages MAXIME E. (2017) : Evaluation de la résistance des strongles gastro-intestinaux aux anthelminthiques dans quatre élevages ovins allaitants de Corrèze. Thèse de docteur vétérinaire. Université Paul-Sabatier de Toulouse. 163 pages. MEL. (2013) : Stratégie de Développement Durable de l'Elevage (SDDEL, 2013-2035), 83 pages MISSAM T. (2006) : Parasitisme helminthique gastro-intestinal des moutons abattus aux abattoirs de Dakar. Thèse de docteur vétérinaire, école inter· états des sciences et médecine vétérinaires, Sénégal,106 pages MOUSSOUMI L. (2014) : Etude préliminaire gastro intestinal chez les Bovins dans la région basse Kabylie. Mémoire de Magister, 103 pages MUHAMMAD I. MUHAMMAD A.Z, (1985) : Prevalence, Hematology and chemotherpy of Gastrointestinal Helminth in Camels. Pakistan Vetrinary Journal, 38 (1) :81-85, 5 pages OLLAGNIER C. (2007) : Recensement des parasites digestifs des petits camélidés (genre lama) en France. Thèse de docteur vétérinaire. Ecole nationale vétérinaire de Lyon. 104 pages OULD A. (2009) : Caractérisation de la population des dromadaires (camelus dromedarius) en Tunisie. Thèse de docteur vétérinaire. Institut National Agronomique de Tunisie. 125 pages PACHOLEK X. VIAS G, FAYE B, FAUGERE O. (2000) : Elevage Camelin au Niger : Référentiel zootechnique, 100 pages PAUTRIC-THOMAS S. (2003) : Données récentes sur la résistance aux anthelminthiques des strongles gastro-intestinaux des ruminants. Thèse de docteur vétérinaire. Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse. 100 pages PDC (2015) : Plan du Développement Communal de Tahoua I, 90p PRITFC, (1999): traitement des maladies du dromadaire, guide de l'auxiliaire de l'élevage. 64 pages Projet de Renforcement Institutionnel et Technique de la Filière Cameline (1999) : Traitement des maladies du dromadaire, 64 pages RICHARD F. (2012) : Comparaison de différents liquides de flottation en coproscopie des ruminants. Thèse de docteur vétérinaire. Université Claude-Bernard - Lyon I, 109 pages RICHARD.D (1989) : L'haemonchose du dromadaire, Revue Élev.Med.Vét. Pays trop. 9 pages SAIDOU O. (2018) : Analyse sur les parasitoses gastro des petits ruminants de la zone peri urbaine de Tahoua en saison pluvieuse. Mémoire de licence en sciences agronomiques, Université de Tahoua, 53 pages SIBOUKEUR O (2006). Etude du lait camelin collecté localement: caractéristiques physico-chimiques et microbiologiques ; aptitudes à la coagulation. Thèse de Doctorat en Sciences Agronomiques. Institut national agronomique el-harrach-alger, 135 pages SNV (2013) : Etude du marché du lait de chamelle dans la zone sud de la région de TAHOUA selon une approche « chaîne de valeurs », 67 pages SOCHAT F. (2015) : Evaluation d'un nouveau liquide dense pour le diagnostic coproscopique des infestations des ruminants par les trématodes. Thèse de docteur vétérinaire. Ecole Nationale Vétérinaire de TOULOUSE, 120 pages SOFFO Y. (2010) : Enquête sur les hemoparasitoses et les parasitoses gastro-intestinales des bovins dans la région des savanes en Côte d'ivoire. Thèse de docteur vétérinaire. Université Cheikh Anta Diop de Dakar ; 158 pages TAGER-KAGAN P. DJIBO G, ZBOROWSKI I. (1986) : Les helminthes au Niger.Elevage et potentialités pastorales sahéliennes.29-30. ISBN 2-85985-120-8, 12 pages TAGER-KAGAN P., DJIBO G, NAINOU G, MINTOU G, ABDOU M. (1984) : Résultats d'enquêtes sur les Helminthoses du dromadaire dans le département de Zinder (Rép. du Niger); leur évolution dans l'année - moyens de lutte, Revue Élev.Med. vét. Pays trop.1984, 37 (1), 19-25 TEKO A. (1998) : Impact socio -économiques du dromadaire (Camelus dromadarius) au Niger. Thèse de Docteur vétérinaire, EISMV, 92 pages YAHAYA A.U (2008) : Prevalence of some parasites of one - humped camel (camelus dromedarius) and effects of experimental haemonchus spp. of camel origin infection in yankasa Yakaka W., Jallailudeen R.L , Y A.G, Amina M.B (2017) : Prevalence of gastrointestinal parasites in one humped camels (Camelus dromedarius) slaughtered at the Maiduguri metropolitan abattoir, Borno State, Nigeria. Journal of Animal Science and Veterinary Medicine. Volume 2(3), pages 96-101, June 2017, 6 page ANNEXEAnnexe 1 : Liste des éleveurs
Annexe 2 :
Annexe 3 : clés d'identification des larvesdes larves infestantes L3 des strongles gastro-intestinaux après coproculture (GEVREY J., 1964 rapporté par DESVARIS A., 2004)
Annexe 4 : clé de
détermination des larves L3 (GRABER M. et al, 1983)
Annexe 5 : Résultats de coproscopie
Annexe 6 : Résultats de coproculture
|
"Le don sans la technique n'est qu'une maladie" | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
-n x 100.
