Caractérisation de la population des dromadaires (camelus dromedarius) en Tunisie

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES

L'élevage de l'espèce cameline en Tunisie demeure essentiellement extensif caractérisé par une productivité relativement faible et tardive. La transhumance ou les déplacements programmés entre les parcours en fonction de la saison constitue une principale composante de conduite alimentaire de l'élevage camelin dans le Sud tunisien. Cette étude a montré la dominance de la forme traditionnelle de cet élevage (la gestion des dromadaire reste dominée par les pratiques séculaires des éleveurs), mais elle a montré également, sa place dans une combinaison élevage ovin-caprin et camlin pour tirer profil d'un écosystème désertique. Une tendance vers l'amélioration de production et des techniques de conduite a été observée se traduisant par l'adoption de certaines pratiques nouvelles comme la complémentation pour l'engraissement, le sevrage précoce et les soins vétérinaires.

La génétique cameline reste problématique et peu exploitée dans les élevages et parmi les contraintes majeures du secteur. Chez les éleveurs, la génétique des dromadaires se base sur des critères phénotypiques et sociogéographiques (en relation avec les groupes ethniques des éleveurs dans les différentes régions). A la base de ces considérations la population cameline présente une variabilité au niveau de certains traits phénotypiques et morphologiques comme le format, la couleur de la robe et la structure de poils et adaptatifs comme la rusticité (résistance aux maladies et tolérance à la sécheresse) des animaux qui sont en relation avec les traits morphologiques (couleur de la robe et finesse des poils). La population étudiée se classe géographiquement en deux rameaux principaux à savoir le rameau de Nefzawa (Kebili) dans lequel se cohabitent les écotypes Merzougui, G'oudi et M'hari et celui de l'Aaradh qui regroupe Médenine et Tataouine et dans lequel se trouvent Maghribi et Khaouar. Dans ces deux rameaux identifiés on trouve les principales robes rencontrées dans les élevages camelins au Sud tunisien avec la dominance assez remarquable de la couleur rouge dans toutes les régions.

L'analyse moléculaire de la diversité génétique et les relations phylogéniques a montré que la population des dromadaires étudiée présente une variabilité génétique totale (inter et intra) satisfaisante en tenant en compte les conditions de son élevage (stratégies de reproduction). Cette diversité est essentiellement d'origine intra population (92%) et seulement environ 8% de la diversité totale est attribuée à la différentiation entre les populations étudiées.

Le niveau de consanguinité dans la population totale a été estimé à 15%. Il semble que la population est menacée par l'absence de gestion des généalogies dans les troupeaux, et par des croisements consanguins qui pourraient entraîner l'évolution progressive de la structure génétique vers l'homozygotie, ce qui conduira certainement à la réduction du niveau de la diversité génétique dans la population cameline.

Les résultats moléculaires confirment la séparation géographique de la population en deux groupes à savoir Nefzawa et Aaradh. Les marqueurs utilisés dans cette étude n'ont pas montré la différentiation entre les cinq écotypes nommés et identifiés par les éleveurs comme des entités génétiques bien individualisées. L'utilisation de plus de marqueurs et plus des génotypes de chaque écotype, pourrait rendre la séparation entre les types plus claire et plus fiable.

Le niveau de diversité enregistré dans la population pourrait servir comme base d'aménager des programmes de développement durable de l'espèce surtout en matière de l'amélioration génétique.

Cette étude peut servir aussi comme base pour d'autres études plus précises de caractérisation génétique dans l'espèce cameline. Par exemple, nous avons constaté sur le terrain au cours de nos visites que les éleveurs parlent de dégradation de qualité des dromadaires (adaptation et performances zootechniques). A ce propos une évaluation, moyennant des outils modernes et précis de génétique moléculaire (marqueurs moléculaires liés à des caractères désirables) de caractères d'adaptation et de production mérite d'être entreprise dans le but d'une mise en action d'un programme d'amélioration génétique. La mise en oeuvre d'une démarche globale, misant sur la sélection des dromadaires dans leur milieu d'élevage permettrait de mieux valoriser leurs caractères d'adaptation en améliorant ses performances de production pour une filière de qualité.

Dans l'optique de renforcer la conservation des dromadaires, la considération de certains aspects dans une stratégie de développement implique la valorisation de l'espèce et son intégration dans des réseaux économiques rentables. Les points suivants sont prioritaires : (i) caractérisation des performances économiques et amélioration des infrastructures et de l'assistance technique des éleveurs, (ii) optimisation des systèmes de production existants (iii) amélioration génétique tout en se basant sur l'identification et le contrôle des performances des dromadaires, (iv) exploration des possibilités permettant d'accroître les

valeurs marchandes des produits camelins. La conservation par l'utilisation durable des dromadaires fait appel aussi à une collaboration renforcée entre les différents intervenants (profession, structures de développement et de recherche scientifique). Cette vision de conservation des dromadaires devrait se concentrer préalablement sur quatre points à savoir (i) l'organisation du secteur, (ii) protection de l'espèce et ça concerne essentiellement des mesures institutionnelles (incitations, législations, politiques économiques à entreprendre, etc.), (iii) valorisation et utilisation des produits et sous-produits camelins et (iv) recherche scientifique afin de répondre aux questions posées pour aider les éleveurs à bien gérer leurs élevages et raisonner leurs objectifs.

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ANNEXE I
Protocole d'extraction d'ADN

Hémolyse

1er lavage

· Ajouter au volume de sang le même volume de solution d'hémolyse ou 2V

· Equilibrer le poids entre les tubes

· Incubation pendant 10mn dans la gélose

· Centrifugation 10mn, à 2500t/mn et à 4°C

· Jeter le surnageant

2ème lavage

· Ajouter un peu (V=2,5ml) de solution d'hémolyse

· Vortexer

· Compléter jusqu'à 2V (5ml) puis agiter

· Centrifuger 10mn à 2500t/mn et à 4°C

3ème lavage : même protocole

! Si le culot reste #177; rouge, laver le légèrement avec un peu de solution d'hémolyse et aspirer sans toucher le culot.

Lyse des globules blancs

Pour chaque échantillon

· 112O stérile : 445ul (ou 600ul) d'eau distillée autoclavée

· NaCl : 5ul 3M

· Tris : 5ul

· EDTA : 5ul 0,5 M, p118

· Vortexer pour faire descendre le culot

· Ajouter 30ul de SDS 10pc. Vortescer chaque tube juste après l'ajout de l'SDS ! Pour mieux faire la lyse on utilise deux fois les volumes précédents pour une deuxième lyse.

Digestion des protéines

· Ajouter 5ul de pk puis une légère agitation

· Incubation pendant une minute à 37°C.

Précipitation des protéines

· Ajout 170ul NaCl (5M)

· Incuber à 4°C entre 15mn et 1h

· Centrifuger pendant 15mn, 3000t/mn à 4°C ! Si le surnageant n'est pas transparent on fait une 2^ème digestion

2ème digestion

· Transfert de l'interphase dans un autre tube

· On ajoute les mêmes ingrédients de la digestion

· Incubation pendant une minute à 37°C

· Ajout 170ul NaCl (5M)

· Centrifuger pendant 15mn, 3000t/mn à 4°C

· Récupération du surnageant dans un autre tube

Extraction au chloroforme

· Ajout même volume de chloroforme que le sérum

· Bien agiter jusqu'à l'obtention de la couleur blanche

· Vortexer

· Centrifuger pendant 15mn, 3000t/mn à la T° ambiante

· Transférer le surnageant dans un autre tube

Ne pas prendre l'interphase

! On peut refaire l'extraction au chloroforme

· Ajout 2,5 x V de l'éthanol absolu

! les cônes sont à usage unique

· Agité un peu t ; on obtient la méduse

· On récupère la méduse avec le bâton du cône

· On met la méduse dans 100ml d'alcool 70% puit centrifuger immédiatement pendant 5mn

· L'ADN forme le culot, on jette l'alcool, on laisse l'ADN se sécher puis ajouter 100ul de TE si la méduse est petite. Si la méduse est grande, on fait des aliquotes (3 tubes) puis on ajoute 150ul de TE

· Conserver à moins 20°C