Persistance des cas de paludisme dans la zone de santé de Ndjili 2018-2019

V. DIAGNOSTIC DU PALUDISME.

Pour une prise en charge efficace de la maladie, il faut que le bon diagnostic soit posé sans délai. Le diagnostic repose sur des critères cliniques suspectant un paludisme et un diagnostic parasitologique de confirmation par la mise en évidence de plasmodium dans le sang. Le diagnostic du paludisme est une urgence. En effet, tout accès palustre survenant chez un sujet non prémuni peut évoluer en quelques heures vers un paludisme grave potentiellement mortel (⁴⁸).

V.1. Diagnostic clinique.

En zone d'endémie palustre le diagnostic clinique doit être basé sur une notion de fièvre rythmée au cours des dernières 24h ou sur la présence d'une anémie (se traduisant souvent par une pâleur palmaire chez les jeunes enfants). Ce diagnostic est le plus largement utilisé dans les zones rurales éloignées de toute infrastructure d'analyse. Il est peu couteux et ne nécessite pas d'équipements particuliers.

Dans les zones présentant un faible risque palustre, le diagnostic clinique doit être basé sur la possibilité d'exposition à l'infestation et sur la présence des fièvres au cours des 3 jours précédents la possible exposition.

Dans les zones exemptes de paludisme, « toute fièvre survenant au retour d'une zone d'endémie est un paludisme jusqu'à preuve de contraire ». Face à une suspicion d'accès palustre, il faut immédiatement rechercher les signes cliniques de gravité. La présence des signes neurologiques impose l'hospitalisation en urgence du malade.

Un diagnostic basé uniquement sur la fièvre est peu spécifique (d'autres infections peuvent causer la fièvre telles que la dengue (maladie virale tropicale transmise par la piqure d'un moustique (Phlébotome), la grippe, la gastroentérite, les hépatites, les trypanosomiases,...) et peut conduire à une surestimation des cas de paludisme et à des excès thérapeutiques. La présence de fièvre rythmées et violentes associées à un paludisme et de mettre en place des diagnostics d'urgence et une prise en charge précoce (⁴⁹).

⁴⁷ CDC (2015). Malaria. Op.Cit. P.34.

⁴⁸ Francis EG Cox (2010). History of the discovery of the malaria parasites and their vectors. Cox parasites and vectors 2010 3:5. http://www.parasitesandvectors.com/content/3/1/5

⁴⁹ Francis EG Cox (2010). Op.Cit.

Persistance des cas de paludisme dans la zone de santé de N'djili pour l'année 2018 - 2019

[23]

Le seul diagnostic clinique est donc peu fiable et doit être confirmé, dans la mesure du possible, par des examens complémentaires mettant en évidence la présence du parasite.

V.2. diagnostic parasitologique.

Le diagnostic parasitologie présente de nombreux avantages :

? Il permet une meilleurs prise en charge des malades dont le diagnostic parasitologique est positif ;

? Il permet d'identifier les sujets impaludés chez lesquels un autre diagnostic doit être posé ;

? Il évite l'administration inutile d'antipaludéens (et donc de diminuer la pression de sélection favorable aux résistances) ;

? Il améliore le dépistage et la notification des cas ;

? Il permet de confirmer les échecs thérapeutiques.

Les deux méthodes habituellement utilisées sont l'examen au microscope optique (méthode diagnostic de référence) et le test de détection rapide du paludisme (TDR).

Les résultats du diagnostic parasitologique doivent être disponibles dans les 24h suivant la consultation du malade. Si les résultats se réveillent positifs, un traitement anti palustre est mis en place. Cependant, si un paludisme grave est suspecté, le traitement doit être administré sans délai, se basant uniquement sur le diagnostic clinique (⁵⁰).

V.2.1. Examens microscopiques directs.

Le diagnostic de certitude de l'accès palustre repose sur la mise en évidence du parasite à l'examen microscopique conventionnel (technique de référence) à travers une goute épaisse et un frottis sanguin, également appelé frottis mince. Pour que le diagnostic soit confirmé, il faut que les deux techniques aient un résultat positif. La goute épaisse permet de quantifier la parasitémie et le frottis sanguin d'identifier les espèces responsable de l'infection : ils constituent le Gold Standard.

L'OMS a publié des « techniques de base pour le diagnostic microscopique du paludisme » afin d'assurer une assurance de la qualité pour ces diagnostics.Ces examens présentent un faible cout mais ils nécessitent un personnel qualifié duquel va dépendre l'interprétation des résultats (⁵¹).

⁵⁰ Patrice Bourée. La lutte contre le paludisme en France au cours des siècles.

http://www.biusante.parisdescartes.fr/sfhm/hsm/HSMx1982x017xspec1/HSMx1982x017xspe c1x0136.pdf

⁵¹ Idem. P. 7.

Persistance des cas de paludisme dans la zone de santé de N'djili pour l'année 2018 - 2019

[24]

V.2.1.1. La goute épaisse.

C'est la technique de concentration la plus utilisée. Elle permet de quantifier la parasitémie, utile pour suivre l'efficacité du traitement mis en place.

Elle est réalisée à partir d'un prélèvement sanguin au bout du doigt ou à partir d'un prélèvement veineux sur anticoagulant (EDTA). Un échantillon de 1 à 1,5 uL de sang est déposé sur une lame en verre. La goutte de sang est ensuite colorée au May-Grunwald-Giemsa (MGG) puis la lame est séchée pendant quelques minutes avec un four à micro-onde, une étuve ou un sèche-cheveux.

L'observation se fait au microscope optique à l'immersion (objectif 100). Elle permet d'observer une quantité de sang 20 à 30 fois plus élevée que le frottis, permettant donc une détection plus rapide du parasite dans l'échantillon. Son seuil de sensibilité est de 10 à 20 hématies/uL. Avant la coloration, une étape d'hémolyse est nécessaire. L'hémolyse et le séchage de la lame induisent une altération de l'aspect des parasites potentiellement présents dans l'échantillon, d'où la difficulté de faire un diagnostic d'espèce à partir de cette technique.

La densité parasitaire peut se calculer en rapport avec le nombre de parasites observés à une quantité de sang calibrée et peut être en nombre de parasite/uL de sang : elle permet d'apprécier la gravité de la maladie.

En général, plus la densité parasitaire est élevée, plus le risque de développer un paludisme grave augmente, surtout chez les personnes non immunisées. Cependant il n'est pas rare de voir des cas de paludisme grave présentant une faible parasitémie : cela s'explique par le fait que les parasites sont séquestrés dans les capillaires et les veinules (et donc absent du sang périphérique utilisé pour l'examen diagnostic) (⁵²).

V.2.1.2. Le frottis sanguin.

Cette technique peu couteuse (0,03 à 0,7£) permet de mettre en évidence le parasite dans les hématies et d'estimer la parasitémie (en pourcentage d'hématies parasitées). Il repose sur les mêmes prélèvements que la goutte épaisse mais le dépôt sanguin est ensuite étiré à l'aide d'une autre lame, ce qui permet d'observer une seule couche de globules rouges, et coloré au MGG. L'observation se fait également au microscope optique à l'immersion (objectif 100). Il permet de diagnostiquer l'espèce plasmodiales responsable par l'observation morphologique des parasites dans les hématies : les tableaux 4 et 6 regroupent les caractéristiques spécifiques de l'espèce incriminée et les figures 28 à 31 illustrent la morphologie sanguine de chacune des principales espèces de plasmodium rencontrée chez l'homme.

Le diagnostic d'espèce est important pour juger la gravité de la maladie (risque mortel pour le P. falciparum) et pour déterminer le risque de rechute (P. vivax, P. ovale, P. malariae) (⁵³).

⁵² Francis EG Cox (2010). History of the discovery of the malaria parasites and their vectors. Cox parasites and vectors 2010 3:5.

http://www.parasitesandvectors.com/content/3/1/5

⁵³ idem. P. 9.

Persistance des cas de paludisme dans la zone de santé de N'djili pour l'année 2018 - 2019

[25]

V.2.2. Test de détection rapide du paludisme (TDR).

Ces tests reposent sur la détection des antigènes palustres par technique d'immunolographie (figure ci-dessous). L'échantillon de sang est déposé à l'extrémité d'une membrane de nitrocellulose fixée sur un support carton ou plastique. Des anticorps monoclonaux sont au préalable fixés sur cette membrane. Lorsque les antigènes présents dans l'échantillon sont fixés aux anticorps, le complexe va migrer et sera fixé par des nouveaux anticorps couplés à une particule colorée révélatrice (or colloïdal ou sélénium).

Une goutte de sang déposée sur une bandelette suffit pour obtenir un résultat, une solution tampon est ajoutée afin d'éviter la lyse des hématies et ainsi permettra la migration des complexes antigènes-anticorps au sein de la bandelette (⁵⁴).

V.3. Autres techniques de diagnostic.

Les techniques de diagnostic indirect (exemples : sérologie par technique ELISA ou IFI, détection d'acide nucléiques parasitaires par PCR, etc) sont surtout utilisées en recherche ou pour la surveillance épidémiologique (sérologie) et la surveillance de la pharmaco résistance des plasmodiums (PCR). Ces techniques sont très sensibles (le seuil de détection est de 1 à 5 parasites/uL de sang pour la PCR) et spécifiques : elles permettent d'identifier chaque espèces, dont P. knowlesi, notamment par la PCR (technique de la réaction de polymérisation en chaine).

Ces techniques possèdent la meilleure sensibilité, permettent de diagnostiquer des infections mixtes, de quantifier l'ADN plasmodial et également de rechercher des marqueurs de résistance aux antipaludéens. Cependant, ces techniques de pointe sont très couteuses (surtout par rapport aux autres méthodes diagnostics) et nécessitent des équipements spécifiques, de l'électricité et un personnel hautement qualifié. De plus le résultat est difficile à rendre en 2h.

Elles ne sont donc pas utilisées en routine mais peuvent être utilisées en dernier recours pour les cas des suspicions de paludisme présentant des résultats négatifs ou mal interprétables au microscope (⁵⁵).

⁵⁴ Francis EG Cox (2010) Op.Cit. P. 12.

⁵⁵ Idem. P. 13.

Persistance des cas de paludisme dans la zone de santé de N'djili pour l'année 2018 - 2019

[26]

VI. Traitement de paludisme.