I.2. DIAGNOSTIC DES PARASITOSES
I.2.1. Diagnostic clinique
Les syndromes vermineux comportent une série des
manifestations non spécifiques permettant d'orienter le
diagnostic : toux, sialorrhée nocturne, constipation,
nausée, vomissement, diarrhée associée à des
douleurs abdominales.
Des manifestations allergiques allant du prurit à
l'oedème de Quincke ont été également
signalées. (4)
I.2.2. Diagnostic parasitologique
Ce diagnostic consiste à démontrer
objectivement, chez un sujet, la présence du ou des parasites
impliqués ou non dans un syndrome pathogène (1). Les
résultats de ces méthodes dépendent de plusieurs
facteurs :
Ø La pertinence des techniques mise en route : un
parasite n'a beaucoup de chance d'être révélé que
par une technique appropriée ;
Ø La diligence déployée pour effectuer
l'examen de la préparation ;
Ø Du nombre d'examens pratiqués : un seul
examen négatif ne permet en aucun cas d'exclure la présence du
parasite (9).
I.2.2.1. Examen direct des selles
Les selles émises par le patient doivent être
examinées sans délai après l'émission de
l'échantillon et 37°C si possible, pour éviter la
fragmentation de certains parasites vivant normalement dans la lumière
intestinale et qui disparaissent quelques temps après leur
émission. Cet examen ne peut se réaliser sans microscope.
Un petit fragment de selles conditionné (par
homogénéisation) dans une goutte de solution de NaCl, est
monté entre lame porte-objet et lamelle, puis examiné au
microscope au grossissement 240 ou 400 X (objectif 40X, oculaire 6 ou 10X).Les
selles liquides ne nécessitent aucun conditionnement (5).
Toute fois, ne pas mettre trop des selles, ni trop d'eau car
la préparation doit être transparente pour permettre de lire au
travers les caractères d'un texte imprimé courant.
I.2.2.2. Examen après coloration
A la solution de NaCl utilisé pour conditionner les
selles, peut être substitués les colorants suivants :
Ø Goutte d'éosine : c'est
une solution à 1% qui a pour but de colorer uniformément en rose
le fond de la préparation ; sur ce fond coloré, les kystes
des protozoaires apparaissent comme les éléments non
colorés. Cette méthode n'est efficace que si la
préparation est mince.
Ø Goutte de Bailenger : a pour
but de colorer certaines structures des protozoaires intestinaux, kystes et
trophozoites, cytoplasme et bâtonnet cristalloïdes ne se colorent en
rouge.
Ø Goutte de Lugol : a pour but de
colorer les membranes des kystes ainsi que leurs structures cytoplasmiques et
nucléaires. Les caractéristiques morphologiques sont ainsi mieux
mises en évidence.
I.2.2.3. Examen après concentration
Cette procédure vise l'augmentation de la
sensibilité de l'examen direct afin de permettre la détection des
parasites lorsque leur densité dans la préparation des selles est
très faible.
Elle est essentiellement basée sur la différence
de densité qui existe entre les liquides de dilution, les
éléments parasitaires relativement lourds et les particules
alimentaires généralement plus légères. Elle permet
de traiter une masse importante des selles et donc de retrouver des parasites
rares ou ceux dont la préparation dans la masse fécale est
irrégulière.
Cette procédure demande un temps assez long et
nécessite des nombreuses manipulations. De plus si elle convient
à la recherche des oeufs de certains helminthes, elle est inefficace
pour la mise en évidence des protozoaires tant sous leur forme kystique
que végétative (6).
I.2.2.4. Coproculture (3)
Certains parasites très rares dans les matières
fécales peuvent être mis en évidence dans les cultures
grâce à leur tropisme. C'est ainsi que les larves d'ankylostomes
et d'anguillules quittent volontiers le milieu dans lequel elles
évoluent pour s'accumuler dans les points où se trouve un peu
d'eau. Les miracidiums de bilharzies mis en liberté par la dilution des
selles dans l'eau se réunissent près de la surface et
s'accumulent au même endroit, attirées par leur tropisme.
Cette méthode est importante, car d'une part, elle
permet d'affirmer l'absence de certains parasites chez les animaux que l'on
veut infester et, d'autre part, elle permet de donner des statistiques beaucoup
plus exactes que celles qui sont établies par le simple examen
microscopique direct.
I.2.2.5. Méthode de KATO
C'est la méthode quantitative par excellence (10). Avec
une spatule, un fragment de selles filtrées (50-75 mg) est placé
sur une lame de verre ; on la recouvre pendant 24 heures d'une bande de
cellophane infiltrée de glycérine.
La préparation placée au dessous est
comprimée dans cette position jusqu'à ce que la masse de selles
couvre une aire de 25-30 mm de diamètre. La préparation est
ensuite incubée pendant une heure à la température de
laboratoire (3-6 minutes à 30°C, 20-30 minutes à 35 minutes
ou 90 minutes à 24°C) durant laquelle les selles deviennent claires
mais les oeufs restent invisibles.
On examine la préparation entière à un
grossissement de 35-40X. Le nombre d'oeufs par gramme de selles peut être
extrapolé à partir de celui trouvé dans le champ
macroscopique.
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