Memoire Online - Méthodes d'études d'activité des antioxydants des plantes médicinales

UNIVERSITE KASDI MERBAH, OUARGLA
FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE
DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUE

Avant tout, nous remercions Dieu tout puissant de nous avoir donné la force, le courage, la
persistance et nous a permis d'exploiter les moyens disponibles à fin d'accomplir ce modeste
travail. Merci de nous avoir éclairé le chemin de la réussite.

Nous adressons nos plus sincères remerciements à notre promotrice Mme SAYAH Zineb

Enseignante au Département des Sciences Biologiques à la Faculté des Sciences de la Nature

et de la Vie de l'Université Kasdi Merbah-Ouargla, qui nous a encadrées et dirigées ce travail

avec une grande rigueur scientifique, sa disponibilité, ses conseils et la confiance qu'il nos

Nous offrons nos plus sincères remerciements à l'examinatrice HADJADJ Soumia pour ses

Enseignante au Département des Sciences Biologiques à la Faculté des Sciences de la Nature

Nous remercions aussi tous les membres de la bibliothèque de Département des Sciences

Nous remercions aussi tous les membres de la bibliothèque de l'Université Mohammed Khider

Un grand merci à tous les enseignants du département des sciences de la nature

Nos vifs et sincères remerciements s'adressent tout particulièrement à notre Université de

Je dédié ce travail à Ma famille
MEDJOUDJA Et aux personnes les plus chères au monde mes chers
parents ;
A ma très chère mère Ramdana ;
Tu es l'exemple de dévouement qui n'a pas cessé de m'encourager et de
prier pour moi. Et Puisse Dieu, le tout puissant, te préserver t'accorder
santé, longue vie et bonheur.
A mon père Mohammed ;
Rien au monde ne vaut les efforts fournis jour et nuit pour mon éducation
et mon bien être. Ce travail est fruit de tes sacrifices qui tu as consentis
pour mon éducation et ma formation.
Je dédie spécial Mon mari BILAL qui n'a jamais cessé de croire source
d'amour et de tendresse sans toi ce mémoire n'aurait jamais un le jour...

A ma 2^éme famille : Mes parents : Mohammed elhadi et Ouahiba, Mes soeurs et Mes frères.

A mon binôme Atika qui a partagée avec moi les moments difficiles de ce travail et son famille.

A l'aide de dieu tout puissant, qui m'a tracé le chemin de ma vie, J'ai pu réaliser ce travail que je dédie :

A la lumière de mes yeux, l'ombre de mes pas et le bonheur de ma vie ma
mère qui ma apporté son appui durant toutes mes années d'étude, pour son
sacrifice et soutien qui m'ont donné confiance, courage et sécurité.

A mon cher père qui ma appris le sens de la persévérance tout au long de mes études, pour son sacrifice ses conseils et ses encouragements.

A mes très chères soeurs : Soumia , Soundes.
A mes très chères frères : Abd ellalatif, Samir, Soufiane ,Younes.
A ma très chère soeur Asma et son marie tarik.
A mon nouveau Med Said.

Massouda , Mouna , Imen , Sabah , Zineb B , Sabrinal , Mebaraka ,
Sara, Nour elhouda.
A mon Binôme « Ouafa » qui a partagée avec moi les moments difficiles
de ce travail et son famille.
Sans oublier mes brave Amies de la promotion III de Biochimie.

Introduction	1
Chapitre I- Plantes médicinales et principaux antioxydants naturels.
I.1- Plantes médicinales.	2
I.1.1- Définition de plantes médicinales.	2
I.1.2- Métabolismes secondaires.	2
I.1-3- Phytothérapie.	4
I.1.4- Pouvoir des plantes médicinales.	4
I.2- Mécanisme dégénération des radicaux libres.
I.2.1- Stress antioxydant.	5
I.2.2- Généralité sur l'oxydation et les antioxydants.	6
I.2.3- Définition des antioxydants.	7
I.2.4- Principaux antioxydants.	8
I.2.4.1- Antioxydants endogènes.	8
I.2.4.2- Antioxydants exogènes.	8
I.2.4.2.1- Médicament.	8
I.2.4.2.2- Porbucol(Lurselle).	8
I.2.4.2.3- N-acétylcystéine.	8
I.2.4.3- Alimentation.	9
I.2.4.3.1- Acide ascorbique : Vitamine C.	9
I.2.4.3.2- Vitamine E.	9
I.2.4.3.3- â- carotène.	10
I.2.5- Mécanismes d'action des antioxydants.	11
I.2.5.1- Classification des antioxydants par rapport à leur mécanisme d'action.	11
I.2.5.1.1- Antioxydants primaires ou radicalaires ou vrais.	11
I.2.5.1.2- Antioxydants secondaires ou préventifs.	11
I.2.5.2- Classification des antioxydants suivant la nature chimique dans les aliments.	12
I.2.5.2.1- Antioxydants naturels.	12
I.2.5.2.2- Antioxydants synthétiques.	12
I.2.5.2.3- Antioxydants synergiques.	14
I.2.6- Toxicité des antioxydants.	14
Chapitre II- Méthode d'étude d'activité antioxydants des plantes médicinales.
Introduction.	16
II.1- Test au DPPH.	16	II.2- Test de la réduction du fer FRAP ( Ferric reducing-antioxidant power).
18
II.3- Méthode de TRAP ( Total radical- trapping antioxidant parameter ).	20
II.4- Réduction du radical-cation ABTS ou détermination du TEAC.	20
II.5- Test de blanchissement du f3-carotène.	21
II.6- Méthode de tiocyante ferrique(FTC).	22
II.7- Piégeage du radical superoxyde (O2 .-).	23
II.8- Test ORAC ( Oxygen Radical Absorbance Capacity).	24
II.9- Piégeage du peroxyde d'hydrogène ( H2o2 scavening activity).	26
II.10- Méthode de la xantine oxydase.	27
II.11- Chélation du fer.	28
II.12- Méthode de DEPG ( N,N-dimethyl-p-phenylene diaminedihydrochloride.	28
II.13- Test qualitatif au f3-carotène.	29
II.14- Pouvoir réducteur.	30
II.15- Test de blanchiment de f3-carotène couplé à l'auto-oxydation de l'acide linoléique.	30
II.16- Capacité antioxydant totale (TAC).	31
II.17- Procédé de puissance de réduction (RP).	32
II.18- Piégeage du radical hydroxyle.	32
II.19- Peroxydation de l'acide linoléique.	33
II.20- Procédé de phosphomolybdène.	34
II.21- Test mesurant l'activité antioxydant au moyen de caroténoïdes.	35
II.22- Activité de piégeage de l'oxyde nitrique.	35
Conclusion.	37
Références bibliographiques.	39

Figure	Titre	Page
1	Classification des quelques métabolites secondaires (MUANDA, 2010).	3
2	Réaction de FENTON et de HABER-WEISS (PELLETIER et al., 2004).	6
3	Régulation de la production d'espèces réactives de l'oxygène par les systèmes de défenses antioxydants (MILBURY et RICHER, 2008).	7
4	Structure de l'acide ascorbique (DIALLO, 2005).	9
5	Structure de la vitamine E (DIARRA, 2006).	10
6	Structure de la â-carotène (DIALLO, 2005).	10
7	Structures chimiques des antioxydants naturels (EL KALAMOUNI, 2010).	13
8	Structure chimique du radical libre DPPH · (2,2 DiPhenyle-1-Picryl-Hydrazyle) (POPOVICI et al., 2009).	16
	917 Réaction de test DPPH (2.2 Diphenyl 1 picryl hydrazyl) (CONGO, 2012).
	1018 Schéma sur la réaction de test FRAP (Ferric reducing antioxidant power) (PRIOR et al., 2005).

Introduction

Nous ne pouvons survivre sans oxygène. Rares étaient ceux qui soupçonnaient récemment encore que ce souffle de vie pouvait également être mais en rapport avec nombre de maladies. Ce paradoxe de l'oxygène est une des phénomènes les plus curieux de la nature. Les effets nocifs de l'oxygène ne sont pas provoqués par l'oxygène en soi, mais par les espèces oxygénées réactives formées sur place. Celles-ci se créent notamment par pertes successives d'un électron de l'oxygène moléculaire conduisant à la formation du radical superoxyde, du peroxyde d'hydrogène et du radical hydroxyle (KOEN, 2004).

Les espèces oxygénées réactives oxydent lentement nos molécules biologiques. Heureusement, il existe un système de défense, le système antioxydatif. Ce réseau d'antioxydants, enzymatiques ou non, permet à notre corps de se défendre contre les substances réactives oxygénées (KOEN, 2004).

Les antioxydants sont des molécules capables d'interagir sans danger avec les radicaux libres et de mettre fin à la réaction en chaîne avant que les molécules vitales ne soient endommagées. Chaque molécule antioxydant ne peut réagir qu'avec un seul radical libre et par conséquent, il faut constamment refaire le plein de ressources antioxydants (PELI et LYLY, 2003).

Dans l'organisme, il existe plusieurs types de molécules à activité antioxydant : les enzymes antioxydants directement synthétisées par l'organisme (superoxyde dismutases, glutathion peroxydases, â catalase...) et les composés antioxydants d'origine exogène c'est-à-dire alimentaire (les vitamines A, C et E ; les caroténoïdes comme le lycopène et la lutéine ; la taurine ; les polyphénols ; certains minéraux et oligoéléments comme le magnésium, le zinc, le sélénium et le manganèse). Ces systèmes antioxydants interviennent en protégeant les cellules des dommages oxydatifs induits par les radicaux libres. Le principe de leur emploi pour prévenir l'apparition et le développement de certaines maladies dans lesquelles sont impliqués des phénomènes oxydatifs semble séduisant (PASTRE, 2007).

L'importance d'un système antioxydatif efficace est illustrée par la corrélation entre le stress oxydatif et certaines maladies, y compris des cancers, des maladies cardio-vasculaires et le

Aujourd'hui, les traitements à base de plantes reviennent au premier plan, car l'efficacité des médicaments tels que les antioxydants, les polyphénols et surtout les flavonoïdes sont des antioxydants puissants susceptibles d'inhiber la formation des radicaux libres et de s'opposer à l'oxydation des macromolécules (VAN ACKER et al., 1995 ; ISERIN, 2001).

Le présent travail porte sur une recherche des méthodes d'évaluation de l'activité antioxydant des plantes médicinales. Il comprend deux chapitres :

Introduction

Chapitre II : Porte sur les différentes méthodes d'évaluation de l'activité antioxydant des plantes médicinales.

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.1- Planes médicinales

I.1.1- Définition des plantes médicinales

Se dit des nombreuses espèces végétales qui sont réputées avoir une action physiologique et qui sont utilisées comme curatives sous forme de poudre, d'extraits, de teintures, d'infusion ou de décoctions.

Les plantes médicinales contiennent une infinité de principes actifs dont la nature et les propriétés sont mieux connues.

Les plantes médicinales sont parfois récoltées à l'état sauvage mais beaucoup d'entre elles sont cultivées à grande échelle (Digitale, Pavot, Chanvre, etc.) pour répondre à la consommation. Les méthodes de sélection ou de manipulation génétiques sont également utilisées pour augmenter leur teneur en principes actifs.

Certaines familles sont particulièrement riches en principes actifs (Papavéracées, Apocynacées, Liliacées, Rubiacées, Solanacées, Lamiacées). Certaines plantes sont inoffensives telles que le Tilleul, la Camomille, la Menthe, etc. D'autres, très nombreuses, sont toxiques et ne doivent être utilisées que sous forme pharmaceutique, telle que la Digitale, la Belladone, le Colchique, etc. L'emploi inconsidéré de plantes cueillies dans les champs peut aboutir à des intoxications graves, voire mortelles (MAROUF et REYNAUD, 2007).

I.1.2- Métabolites secondaires

Les métabolites secondaires des plantes constituent un groupe diversifié de composés chimiques d'origine naturelle (fig. 1) qui n'ont généralement aucune fonction primaire évidente en ce qui a trait à la croissance des cellules de la plante. Ils sont synthétisés par la plante en réaction à des stimuli extérieurs et ont souvent une fonction régulatrice dans le cadre d'une série de réactions physiologiques et métaboliques en cascade à la suite d'un stress environnemental ou d'une attaque par des ravageurs. Lorsque l'on découvre une nouvelle fonction biologique à un métabolite secondaire, ce dernier est généralement reclassifié à titre de vitamine (BRANDT et al., 2001 site par BENBROOK, 2005).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

Figure1- Classification des quelques métabolites secondaires (MUANDA, 2010).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.1.3- Phytothérapie

La phytothérapie concerne le traitement des maladies par les plantes ou par leurs extraits (BORDEAUX, 2009). Il est recommandé d'utiliser la plante entière, appelée aussi «totum» plutôt que des extraits obtenus en laboratoire.

- L'aromathérapie : c'est une thérapeutique qui utilise les huiles essentielles, substances aromatiques secrétées par de nombreuses familles de plantes.

- La gemmothérapie : se fonde sur l'utilisation d'extrait alcoolique de tissus jeunes de végétaux tels que les bourgeons et les radicelles.

- L'herboristerie : correspond à la méthode de phytothérapie la plus classique et la plus ancienne. L'herboriste se sert de la plante fraîche ou séchée, soit entière, soit une partie de celle-ci (écorce, fruits, fleurs). La préparation repose sur des méthodes simples, le plus souvent à base d'eau : décoction, infusion, macération. Ces préparations existent aussi sous forme plus moderne de gélules de poudre de plante sèche que le sujet avale (BESANÇON, 2012).

I.1.4- Pouvoir des plantes médicinales

L'action de la phytothérapie sur l'organisme dépend de la composition des plantes, depuis XVIII ^ème siècle, au cours duquel des savants ont commencé à extraire et à isoler les substances chimiques qu'elles contiennent. On considère les plantes et leurs effets en fonction de leurs principes actifs. La recherche des principes actifs extraits des plantes est d'une importance capitale car elle a permis la mise au point de médicaments essentiels.

Aujourd'hui les plantes sont de plus en plus utilisées par l'industrie pharmaceutique, il est impossible d'imaginer le monde sans la quinine qui est employée contre la malaria ou sans la diagoxine qui soigne le coeur, ou encore l'éphédrine que l'on retrouve dans de nombreuses prescriptions contre les rhumes (ISERIN, 2001).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.2- Mécanisme dégénération des radicaux libres

L'oxygène est un élément essentiel pour les organismes multicellulaires parce qu'il permet de produire de l'énergie en oxydant de la matière organique. Mais nos cellules convertissent une partie de cet oxygène en métabolites toxiques: les radicaux libres organiques (DESCHEEMAEKER, 2004). Les radicaux libres sont des espèces chimiques (atomes ou molécules) qui possèdent un électron célibataire (ou électron non apparié) sur leur couche externe (TOUSSAINT, 2008). Leur principal danger vient des dommages qu'ils peuvent provoquer lorsqu'ils réagissent avec des composants cellulaires importants tels que l'ADN ou la membrane cellulaire, avec risque de multiplication anormale des cellules, entraînant un dysfonctionnement ou une mort cellulaire, un cancer. Les radicaux libres nocifs sont produits dans l'organisme au cours du métabolisme normal, mais plus encore en cas d'exposition à diverses agressions de l'environnement (agents infectieux, pollution, UV, fumée de cigarettes, rayonnement) (TANGUY et al., 2009).

L'exercice vigoureux accélère la formation de radicaux libres, tout comme l'inflammation, l'exposition à certains produits chimiques, la fumée de cigarette, l'alcool, la pollution ambiante et les diètes riches en matières grasses (BENBROOK, 2005). Les radicaux libres peuvent se former lorsque l'oxygène interagit avec certaines molécules. Très instables, ils réagissent rapidement avec les autres composants, essayant de capturer l'électron qui leur est nécessaire pour acquérir de la stabilité. Une réaction en chaîne débute lorsqu'ils attaquent la molécule stable la plus proche en lui «volant» son électron, la transformant elle-même en radical libre (TANGUY et al., 2009). Les radicaux libres sont piégés par des composés facilement oxydables (TOUSSAINT, 2008).

I.2.1- Stress oxydant

Le stress oxydatif se définit comme étant un déséquilibre profond de la balance entre les prooxydants et les antioxydants (PINCEMAIL et al., 1999) en faveur des premiers et impliquant la production d'espèces réactives de l'oxygène (SIES, 1991 ; PELLETIER et al., 2004). La formation incontrôlée d'espèces réactives de l'oxygène comme l'anion superoxyde (O2 -), le peroxyde d'hydrogène (H2O2) ou le radical hydroxyle (OH^°) aura la conséquence souvent lourde pour l'organisme. La formation d'espèces réactives n'est pas toujours synonyme de toxicité. En effet, certaines sont des intermédiaires de processus physiologiques normaux. Ce n'est que

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

lorsque les systèmes de défense sont dépassés et ne suffisent plus à neutraliser la surproduction de ces espèces que la toxicité apparaît.

Un stress oxydative pourra être induit lors de la surproduction d'espèces réactives et /ou par suit de l'inhibition des systèmes antioxydants qui peuvent être inactivés, soit directement, soit par défaut de synthèse. Parmi les espèces réactives de l'oxygène, le radical hydroxyle, présenté comme le plus toxique malgré sa faible diffusion, peut attaquer tous les types de constituants cellulaires et engendrer diverses altérations (dégradation protéique, inactivation enzymatique, lipoperoxydation, adduits à L' ADN, etc.). Il résulte de la fission homolytique de la liaison O-O du peroxyde d'hydrogène (PELLETIER et al., 2004). Il peut être produit par les réactions de FENTON et de HABER-WEISS (fig. 2).

Figure 2- Réaction de FENTON et de HABER-WEISS (PELLETIER et al., 2004). I.2.2- Généralité sur l'oxydation et les antioxydants

L'oxydation est le phénomène qui fait rouiller les métaux, qui fait flétrir les légumes et les fruits, rancir les graisses. Il modifie le goût et la couleur des aliments.

L'organisme subit également le phénomène d'oxydation, mais il est équipé pour lutter contre ces altérations: un énorme système de défense est en permanence en place, avec des systèmes enzymatiques et/ou des systèmes dégénératifs de complexe mettant en jeu par exemple l'acide ascorbique (vit C) ou le glutathion. Mais ce système de défense est parfois débordé, surtout quand les agressions sont multipliées sous l'effet de la fumée du tabac, de pollution, du soleil, d'un effort physique intense, etc.

- Soit dans des conditions de stress et alors l'oxydation augmente au point de ne pas pouvoir être régulée.

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

- Soit dans des conditions de mouvais alimentation et alors des quantités d'antioxydants apportés ne sont pas suffisant pour rétablir l'équilibre. C'est là ou il y a des dégâts (ROLLAND et al., 2004).

I.2.3- Définition des antioxydants

Les antioxydants sont définis par HALLIWELL comme «toute substance qui en faible concentration par rapport au substrat susceptible d'être oxydé prévient ou ralentit l'oxydation de ce substrat» (PASTRE et PRIYMENKO, 2007).

Les antioxydants piègent les radicaux libres en inhibant les réactions à l'intérieur des cellules provoquées par les molécules de dioxygène et de peroxyde, aussi appelées espèces oxygénées radicalaires (EOR) et espèces azotées radicalaires (fig. 3) (BENBROOK, 2005).

Les antioxydants sont largement présents dans nos aliments, soit sous forme naturelle, soit sous forme d'additifs utilisés dans l'industrie agroalimentaire (TANGUY et al., 2009).

Figure3- Régulation de la production d'espèces réactives de l'oxygène par les systèmes de
défenses antioxydants (MILBURY et RICHER, 2008).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.2.4- Principaux antioxydants

Il existe de très nombreuses sources d'antioxydants (tant ceux fabriqués par l'organisme que ceux qui sont fournis par les aliments) et que ces derniers réagissent constamment avec d'autres molécules et tissus, ce qui en change la forme. Il est difficile de départager, par rapport à la quantité totale d'antioxydants présents dans l'organisme, la proportion d'antioxydants attribuables à l'alimentation (antioxydants exogènes) et la proportion attribuable à la synthèse par l'organisme (antioxydants endogènes). Cela dit, on en sait beaucoup sur le rôle et l'importance relative des sources d'antioxydants endogènes et exogènes (BENBROOK, 2005).

I.2.4.1- Antioxydants endogènes

Antioxydants endogènes sont des enzymes ou protéines antioxydants (Superoxyde dismutase, Catalase, et Glutathion peroxydase) élaborés par notre organisme avec l'aide de certains minéraux. Elles sont présentes en permanence dans l'organisme mais leur quantité diminue avec l'âge (MIKA et al., 2004).

I.2.4.2- Antioxydants exogènes

I.2.4.2.1- Médicaments

I.2.4.2.2- Probucol ( Lurselle )

Probucol est un médicament qui en plus de ces effets reconnus dans la baisse du taux sanguin de cholestérol, prévient l'athérogénèse en agissant comme antioxydant et en supprimant l'oxydation des lipoprotéines de faible densité (LDL) (BOSSOKPI, 2002).

I.2.4.2.3- N-acétylcystéine

N-acétylcystéine est une molécule intéressante qui pénètre les cellules et agit de manière très efficace dans la régénération du gluthation. Des recherches ont également démontré que la N-acetylcystéine peut être utile dans le traitement des blessures de poumon dues à des espèces réactives de l'oxygène (BOSSOKPI, 2002).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.2.4.3- Alimentation

I.2.4.3.1- Acide ascorbique: vitamine C

La vitamine C est un antioxydant puissant (fig. 4). Elle participe dans les réactions avec la vitamine E et l'enzyme glutathion peroxydase pour neutralisation des radicaux libres (CHEICK TRAORE, 2006). La vitamine C agit principalement en piégeant directement les ROS (majoritairement l'O2^.- et le ONOO-) (BELKHEIRI, 2010). Il est présent dans les légumes, le choux, le poivron, les agrumes. (COLETTE E., 2003). Elle joue un rôle important dans la régénération de la vitamine E (BOSSOKPI, 2002).

I.2.4.3.2- Vitamine E

La vitamine E (fig. 5) prévient la peroxydation des lipides membranaires in vivo en captant les radicaux peroxyles. Elle est présente dans les huiles végétales (huiles d'arachide, de soja, de chardon, de tournesol et d'olive pressées à froid) ainsi que dans les noix, les amandes, les graines, le lait, les oeufs, et les légumes à feuilles vertes (AHAMET, 2003). Elle joue un rôle préventif dans le développement des cancers et sur le vieillissement (CHEICK TRAORE, 2006).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.2.4.3.3- f carotène

â-carotène (fig. 6) qui outre l'activité provitaminique A possède la capacité de capter l'oxygène singulet. La recommandation officielle parle d'un apport quotidien de 60 mg de vitamine C et 10 mg de vitamine E. Il n'en existe pas pour le B-carotène. Toutefois ces quantités suffisent juste pour prévenir les phénomènes de carences. C'est la raison pour laquelle les spécialistes recommandent en général un apport quotidien nettement plus élevé : 150 à 300 mg de vitamine C, 50 à 150 mg de vitamine E et 2 à 6 mg de ß-carotène.

Il est présent dans les légumes verts, la salade, les carottes, l'abricot, le melon, les épinards, la papaye (BOSSOKPI, 2002).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.5- Classification des antioxydants

I.5.1- Classification des antioxydants par rapport à leurs mécanismes d'action

Ces deux options fournissent la base de classification des antioxydants sous forme primaire ou

I.5.1.1- Antioxydants primaires ou radicalaires ou vrais

Antioxydants primaires permettent l'interruption de la chaîne auto catalytique :

La molécule AH est antioxydant si le radical formé A^· est plus stable. La stabilité du radical A^· peut s'expliquer par sa conversion en composés non radicalaires (ROLLAND, 2004) selon la réaction suivant :

I.5.1.2- Antioxydants secondaires ou préventifs

Les antioxydants secondaires assurent l'inhibition de la production des radicaux libres. Ce sont des substances décomposant les hydroperoxydes en alcool, comme thiols (glutathion, acides aminés soufrés) ou les disulfures, des protecteurs vis-à-vis des UV, comme les carotènes, des chélatants des métaux promoteurs d'oxydation type fer et cuivre, comme l'acide citrique et les lécithines ou enfin de séquestrant d'oxygène comme l'acide ascorbique (ROLLAND, 2004).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.5.2- Classification des antioxydants suivant la nature chimique dans les aliments

Les antioxydants sont classés dans trois catégories différentes (naturelles, synthétiques et synergiques) (PELLI et LYLY, 2003).

II.5.2.1- Antioxydants naturels

Les antioxydants naturellement sont présents dans presque toutes les plantes, tous les micro-organismes, les champignons et même dans les tissus animaux. Le groupe le plus important d'antioxydants naturel comprend la vitamine E (tocophérol), les flavonoïdes et autres composés végétaux (Fig. 3) (PELLI et LYLY, 2003).

I.5.2.2- Antioxydants synthétiques

Les antioxydants synthétiques sont généralement préparés en laboratoire, et principalement à partir de composants chimiques. Dans l'industrie alimentaire, l'ajout d'antioxydants naturels dans les aliments est une technique complètement nouvelle. Depuis à peu près 1980, les antioxydants naturels sont apparus comme alternative aux antioxydants, ils sont aujourd'hui généralement préférés par les consommateurs. Toutefois, le fait de trouver communément une substance dans un aliment ne constitue pas une garantie de son absence totale de toxicité. Les antioxydants synthétiques ont été testés quant à leurs effets carcinogènes ou mutagènes, mais de nombreux constituants naturels des aliments n'ont pas encore été testés (PELLI et LYLY, 2003).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

Figure7- Structures chimiques des antioxydants naturels (EL KALAMOUNI, 2010).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

I.5.2.3- Antioxydants synergiques

Les antioxydants synergiques sont des substances qui ne sont guère actives en tant qu'antioxydants, et dont les propriétés apparaissent surtout en présence des autres antioxydants. Il en est ainsi des lécithines, des acides citrique et tartrique, des acides aminés, de certains flavonoïdes. Leurs propriétés peuvent s'expliquer par un effet chélatant de métaux comme le fer ou le cuivre, dont on connaît bien l'effet pro-oxydant à faible dose. Cependant, ce n'est peut-être pas la seule explication, car plusieurs de ces produits sont d'assez mauvais chélatants. Certains produits ont un effet inhibiteur de la décomposition des hydroperoxydes, et d'autres semblent régénérer des antioxydants, comme les tocophérols ou les dérivés de l'acide ascorbique à partir de leurs formes oxydées. Un exemple d'association d'antioxydants agissant en synergie est représenté dans le tableau 1.

C'est sans doute à ce groupe des synergistes qu'il faut rattacher les lipoaminoacides étudiés par MORELLE et al. (MARIE-CLAUDE, 2004), qui trouveraient leurs applications spécifiques en cosmétologie. Ce sont des sels d'acides aminés basiques comme la lysine et l'arginine avec des acides gras. Ils sont commercialisés sous le nom de Lysofat®. Le glutathion a également été proposé en formulation cosmétique (MARIE-CLAUDE, 2004).

I.6- Toxicité des antioxydants

Les antioxydants sont des molécules en général faiblement toxiques. Pourtant, pour certains d'entre eux, leur utilisation à forte dose n'est pas dénuée de danger. Par exemple, le radical á-tocophérol (á-TO^.) stabilisé par mésomérie, peut initier des réactions d'oxydation avec les acides gras mono et poly insaturés des phospholipides membranaires (LH, LOOH) à l'origine de radicaux libres, et peut ainsi contribuer à la phase de propagation des réactions radicalaires survenant dans la peroxydation lipidique. Ce rôle pro oxydant de l'á-tocophérol en tant qu'initiateur des réactions radicalaires n'est néanmoins possible que si le radical á-tocophéryl est présent en forte concentration dans les membranes et que la vitamine C n'assure pas sa régénération (PASTRE et PRIYMENKO, 2007).

CHAPITRE I- Plantes médicinales et les principaux antioxydants naturels

Tableau1- Effet synergique de l'association de plusieurs antioxydants (MARIE-CLAUDE,

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

L'activité antioxydant ne doit pas être conclue sur la base d'un seul modèle de test antioxydant. Et en pratique, plusieurs essais in vitro procédures sont menés pour évaluer les activités antioxydants avec les échantillons d'intérêt. Un autre aspect est qu'antioxydant des modèles de test varient dans les différents points de vue. Par conséquent, il est difficile pour comparer une méthode entièrement à autre. Dans une certaine mesure, la comparaison entre différentes méthodes in vitro a été effectuée par BADARINATH et al. (2010) et NUR ALAM et al. ( 2013).

Plusieurs méthodes sont utilisées pour la détermination de l'activité antioxydant, nommées d'après le nom de la substance utilisée comme source de radicaux libres, par exemple : FRAP (Ferric reducing antioxidant power), ORAC (oxygen radical absorbance capacity), TEAC (Trolox équivalent antioxidant capacity) ou ABTS (2,2-azinobis 3-ethyl-benzothyazoline 6-sulphonate) et DPPH⁺ (2,2- diphényl-1-picrylhydrazyl) etc. Il est à indiquer que différentes méthodes donnent des résultats assez différents et devraient être appliquées préférentiellement pour la comparaison de produits similaires (GEORGIEVA et al., 2010).

II.1- Test au DPPH

Le composé chimique 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyle (á,á-diphenylâ picrylhydrazylå) fut l'un des premiers radicaux libres utilise pour étudier la relation structure-activité antioxydant des composes phénoliques (BLOIS,1958; BRAND-WILLIAMS et al., 1995). Il possède un électron non apparie sur un atome du pont, d'azote (Fig. 8) (POPOVICI et al., 2009).

Figure8- Structure chimique du radical libre DPPH^· (2,2 DiPhenyle-1-Picryl-Hydrazyle)
(POPOVICI et al., 2009).

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II.1.1- Principe

La réduction du radical libre DPPH^° (2,2'-diphenyle-1-picryl hydrazyl) par un antioxydant peut être suivie par spectrométrie UV- Visible, en mesurant la diminution de l'absorbance à 517 nm provoquée par les antioxydants (MOLYNEUX, 2004). En présence des piégeurs de radicaux libres, le DPPH. (2.2 Diphenyl 1 picryl hydrazyl) de couleur violette se réduit en 2.2 Diphenyl 1 picryl hydrazine de couleur jaune (Fig. 9) (MAATAOUI et al., 2006).

Figure9- Réaction de test DPPH (2.2 Diphenyl 1 picryl hydrazyl) (CONGO, 2012).

II.1.2- Dosage

L'activité du piégeage du radical DPPH a été mesurée selon le protocole décrit par LOPES-LUTZ et al. (2008)(ATHAMENA et al., 2010). 50ìl de chaque solution méthanolique des extraits à différentes concentrations sont ajoutés à 1,95 ml de la solution méthanoïque du DPPH (0,025g/l). Parallèlement, un témoin négatif est préparé en mélangeant 50ìl de méthanol avec 1,95 ml de la solution méthanolique de DPPH. La lecture de l'absorbance est faite contre un blanc préparé pour chaque concentration à 515nm après 30 min d'incubation à l'obscurité et à la température ambiante. Le contrôle positif est représenté par une solution d'un antioxydant standard; l'acide ascorbique dont l'absorbance a été mesuré dans les mêmes conditions que les échantillons et pour chaque concentration (BOUGANDOURA, 2013).

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Les résultats sont exprimés en tant qu'activité anti-radicalaire ou l'inhibition des radicaux libres en pourcentages (I %) en utilisant la formule suivante:

II.2- Test de la réduction du fer FRAP (Ferric reducing-antioxidant power)

II.2.1- Principe

Le pouvoir réducteur du fer (Fe³⁺) dans les extraits est déterminé selon la méthode décrite par OYAIZ (1986) (BOUGANDOURA, 2013). La méthode de la réduction du fer est basée sur la réduction de fer ferrique en sel de fer par les antioxydants qui donnent la couleur bleu (OU et al., 2001) selon la figure 10.

Figure 10- Schéma sur la réaction de test FRAP (Ferric reducing antioxidant power) (PRIOR et

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II.2.2- Dosage

Un millilitre de l'extrait à différentes concentrations (de 0,007à 2,5mg/ml) est mélangé avec 2,5ml d'une solution tampon phosphate 0,2 M (pH 6,6) et 2,5ml d'une solution de ferricyanure de potassium K3Fe(CN)6 à 1%. L'ensemble est incubé au bain-marie à 50°C pendant 20 min ensuite, 2.5ml d'acide trichloracétique à 10% sont ajoutés pour stopper la réaction. Les tubes sont centrifugés à 3000 rpm pendant 10min. Un aliquote (2,5ml) de surnageant est combinée avec 2,5ml d'eau distillée et 0,5ml d'une solution aqueuse de FeCl3 (Chlorure ferrique) à 0,1%. La lecture de l'absorbance du milieu réactionnel se fait à 700 nm contre un blanc semblablement préparé, en remplaçant l'extrait par de l'eau distillée qui permet de calibrer l'appareil (spectrophotomètre UV-VIS). Le contrôle positif est représenté par un standard d'un antioxydant; l'acide ascorbique dont l'absorbance a été mesuré dans les mêmes conditions que les échantillons. Une augmentation de l'absorbance correspond à une augmentation du pouvoir réducteur des extraits testés (SINGLETON et ROSSI, 1965).

Le pourcentage de pouvoir réducteur de fer est calculé par la réaction suivant :

A1 : est l'absorbance de FeCl3 solution en présence de l'extrait (GHAISAS et al., 2008).

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II.3.2- Dosage

II.4.1- Principe

La méthode de radicale ABTS est l'un des tests les plus utilisés pour la détermination de la concentration des radicaux libres. Il est basé sur la neutralisation d'un radical - cation résultant de la mono électronique oxydation du chromophore synthétique 2,2'- azino-bis (3 - éthylbenzothiazoline -6- sulfonique acide) (ABTS^·) :

Cette réaction est suivie par spectrophotométrie par la variation de spectre d'absorption (JIRI et al., 2010).

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II.4.2- Dosage

Le radical cation ABTS est généré en mélangeant à volume égal une solution de 3 mM de persulfate de potassium _K2S2O8 et une solution stock d'ABTS à 8 mM, le tout est conservé à l'abri de la lumière et à la température ambiante durant 16 h avant utilisation (AWIKA et al., 2004). La solution obtenue est diluée avec du tampon phosphate (0,2 M, pH 7,4) contenant 150 mM de NaCl pour obtenir une absorbance de 1,5 à 734 nm. 2,9 ml de cette solution fraichement préparée sont ajoutés à 0,1 ml d'extrait et la lecture est faite à 734 nm après 30 min pour chaque série d'analyses. Le Trolox est utilisé comme standard et le résultat final est exprimé en micromoles d'équivalent Trolox par gramme de matière sèche (BA et al., 2010).

Abs blanc : l'absorbance de l'échantillon ABTS radical + Extrait / standard (ADEOLU A et al.,

II.5- Test de blanchissement du f- carotène

II.5.1- Principe

Dans ce test l'activité antiradicalaire des extraits est déterminée en mesurant l'inhibition de la dégradation oxydatif du f3-carotène (décoloration) par les produits d'oxydation de l'acide linoléique selon la méthode décrite par KARTAL et al (2007) (KOUAMÉ et al., 2009).

II.5.2- Dosage

Brièvement 2 mg de f3 - carotène ont été dissous dans 1 ml de chloroforme. La solution obtenue a été introduite dans un ballon contenant 2 mg d'acide linoléique et 200 mg de Tween 40. Après évaporation du chloroforme, 100 ml d'eau distillée saturée en oxygène ont été ajoutés

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avec agitation vigoureuse. 2.5 ml de la solution obtenu est mélangée avec 350ìl de chaque extrait (2g/l) et du témoin BHT. L'absorbance a été immédiatement mesurée pour le BHT à 490 nm. Les autres lectures sont mesurées à différents intervalles de temps (2h, 4h, 6h, 12h, et48h) (TEPE et al., 2006).

L'activité anti-oxydante relative après 48 heures est calculée selon la relation suivante :

II.6- Méthode de thiocyanate ferrique (FTC)

II.6.1- Principe

L'activité antioxydant des extraits de plantes est mesurée par l'inhibition de la peroxydation de l'acide linoléique en utilisant la méthode au thiocyanate ferrique selon la méthode décrite par TAKAO et al. (1994)(BIDIE et al., 2011).

II.6.2- Dosage

Le mélange réactionnel contenant 0,4 ml d'extraits (100 ìg/ml), 0,4 ml d'acide linoléique (2,52 % dans l'éthanol absolu) et 0,8 ml de tampon phosphate (pH 7,4) est incubé dans un bain-marie pendant 1 heure à 40 C^o. Un aliquote (0,1 ml) de cette solution est alors ajouté au mélange constitué de 5 ml d'éthanol 70 % et 0,1 ml de thiocyanate ammonium (30 %). Après 3 minutes, 0,1 ml de FeCl2 (Chlorure de fer) préparé dans 3,5 % de HCl (20 mM) est ajouté au milieu réactionnel. Le blanc est réalisé en remplaçant les extraits par de l'eau distillée l'absorbance du mélange obtenu (couleur rouge) est mesurée à 500 nm toutes les 24 h jusqu'à ce que l'absorbance du témoin atteint son maximum. L'antioxydant standard (concentration finale de 0,02 % p/v) est

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utilisé comme contrôle positif, et le mélange sans l'échantillon est utilisé comme contrôle négatif (NUR ALAM et al., 2012).

Le pourcentage d'inhibition de la peroxydation lipidique est alors calculé selon l'équation suivante:

II.7- Piégeage du radical superoxyde (O2·-)

II.7.1- Principe

Cet essai évalue la capacité d'un produit à capter un radical libre, l'anion superoxyde O2 ·. Ce radical est généré in vitro par le système hypoxanthine/xanthine oxydase.

Dans cette méthode, le radical réduit le NBT²⁺ (Nitro-Blue Tétrazolium) de couleur jaune, en bleu de formazan de couleur pourpre qui absorbe à 560 nm. Ainsi un composé antioxydant capable de capter l'anion superoxyde empêchera la formation du bleu de formazan et la solution restera jaune. Les absorbances obtenues permettent de calculer un pourcentage d'inhibition de la réduction du NBT²⁺ par rapport à un témoin constitué du milieu réactionnel dépourvu de composé antioxydant. On peut ensuite tracer une courbe représentant le logarithme du pourcentage d'inhibition en fonction de la concentration de composé testé, et déterminer la CI50 (concentration inhibant 50% de l'activité) du composé (PAREJO et al., 2002).

III.7.2- Dosage

Le piégeage du radical superoxyde (O2^·-) peut être effectué par un mélange de tampon phosphate 50 mM (pH 7,5) contenant de l'EDTA (Ethylene diamine tetraacetic) (0,05 mM), hypoxanthine (0,2 mM), 63 uL NBT( Nitro-Blue Tétrazolium) (1mM), 63 uL de l'extrait aqueux ou éthanolique (eau distillée pour la contrôle), et 63 de l' uL xanthine oxydase (1,2U/uL).

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La xanthine d'oxydase a été ajoutée en dernier. Le taux de la réduction du NBT a été déterminé par la lecture de l'absorbance spectrophotométriques à 560 nm (PAREJO et al., 2002).

Les résultats sont exprimés en pourcentage d'inhibition de la NBT par rapport au tampon selon la formule suivant :

II.8- Test ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity)

II.8.1- Principe

La mesure ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity) permet de déterminer si une source organique possède un effet antioxydant en le comparant à un analogue de la vitamine E : le trolox. Dans cet essai, l'AAPH (2.2'-azobis-2-aminopropane dihydrochloride) est utilisé comme source génératrice de radicaux peroxyles. L'addition de fluorescéine comme sonde fluorescente permet de quantifier, à l'aide d'une analyse spectrophotométrique, en fonction du temps, la perte de fluorescence associée à la réaction avec les radicaux libres fournit par l'AAPH par un mécanisme de transfert d'atome d'hydrogène. La présence d'antioxydants empêche ou ralenti la perte de fluorescence qui est calculée par l'aire sous la courbe en fonction du temps. Celle-ci peut être détectée à une longueur d'onde d'excitation de 485 nm et d'émission de 520 nm. Il s'agit donc d'une méthode permettant de mesurer la capacité antioxydant contre les radicaux peroxyles (OU et al., 2001). Lorsqu'un capteur de radicaux libres est incorporé dans le

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milieu, les radicaux libres sont captés, et la fluorescence persiste, donnant ainsi une idée précise du pouvoir anti-radical libre, donc antioxydant de l'échantillon (ROLLAND, 2004).

II.8.2- Dosage

Ce dosage est basé sur la génération de radicaux libres en utilisant AAPH (2,2 -azo-bis -2 amidopropane dichlorhydrate) et mesure de la diminution de la fluorescence en présence des capteurs des radicaux (PIRIOR et al., 2003). Dans cet essai, f3-phycoérythrine (f3 -PE) a été utilisé comme piégeages des radicaux libres cible, AAPH comme un radical peroxyle générateur et Trolox comme un contrôle standard. après addition de AAPH à la solution d'essai, la fluorescence est enregistrée et l'activité antioxydant est exprimée en équivalent Trolox (CAO et al., 1993 ; FREI et al., 1990).

Le dosage peut être effectué selon la PIRIOR et al. (2003) dans des plaques à 96 puits de fluorescence de polypropylène avec un volume finale de 200 uL. Les analyses sont effectuées à pH 7,0 avec de Trolox (6,25, 12,5, 25, et 50 umol/ L pour les dosages lipophiles ; 12,5, 25, 50 et 100 umol /L pour les dosages lipophiles hydrophile) et 75 mM / L du tampon phosphate comme le blanc. Après l'addition de l'AAPH, la plaque est placée immédiatement dans un compteur à Multilabel préchauffé à 37 C^°. La plaque est agitée pendant 10 s et la fluorescence est lue à des intervalles de 1 min pour 35 min à la longueur d'onde d'excitation de 485 nm et une longueur d'onde d'émission de 520 nm. L'aire sous la courbe est calculée pour chaque échantillon en utilisant le logiciel Wallac Workout 1.5. Le calcul final des résultats a été déterminé dans la partie linéaire de la courbe du - désintégration entre blanc et de l'échantillon et / ou standard (Trolox). Les résultats sont exprimés en LM d'équivalents Trolox (TE) par g de poids sec de l'échantillon (IM TE / g) (NUR ALAM et al., 2012).

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II.9- Piégeage du peroxyde d'hydrogène (H2O2 scavenging activity)

Le peroxyde d'hydrogène est un dérivé non-radicalaire d'oxygène et considéré comme toxique pour les cellules car il permet la formation des radicaux hydroxyles à l'intérieur de la cellule (SHRINIVAS et al., 2011).

II.9.1- Principe

Une des méthodes les plus communes pour évaluer la capacité du piégeage du peroxyde d'hydrogène est basée sur l'absorption de cette molécule dans le domaine de l'UV.

Comme la concentration de H2O diminue par les composés piégeurs, la valeur d'absorbance de ce dernier à 230nm diminue également. Néanmoins il est tout à fait normal que les échantillons absorbent également à cette longueur d'onde, exigeant ainsi l'exécution d'une mesure blanc (MALGALHAES et al., 2008).

II.9.2- Dosage

Le piégeage du peroxyde d'hydrogène (H2O2) peut être déterminé par la méthode décrite par RUCH et al. (1989). Une solution de _H2O2 (10 mM) a été préparée dans un tampon phosphate (pH 7,4). Le mélange réactionnel est composé de 10 mM de _H2O2 et de différentes concentrations d'échantillons. Les valeurs d'absorbance ont été mesurées à 0 min et après 60 min à 240nm. L'acide ascorbique a été utilisé comme standard (BUMRELA et NAIK, 2011).

Le pourcentage de piégeage de _H2O2 de l'extrait a été calculé d'après la formule suivante :

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II.10- Méthode de la xanthine oxydase

II.10.1- Principe

Cette méthode est basée sur l'inhibition de XO (xanthine oxydase) qui conduit une diminution de la production d'acide urique, qui a été déterminée par spectrophotométrie. Tous les extraits ont inhibé les activités XO d'une manière dépendante de la dose ( OSKOUEIAN et al., 2011).

II.10.2- Dosage

L'extrait (500 uL de 0,1 mg/ml) et allopurinol (100u g/ml) (dans le méthanol) sont mélangés avec 1,3 ml du tampon phosphate (0,05 M, pH 7,5) et 0,2 ml de 0,2 unités/ ml de solution de xanthine oxydase. Après 10 min d'incubation à la température ambiante (25 C^°), 1,5 ml de substrat de la solution de xanthine de 0,15 M est ajoutée à ce mélange. Le mélange est à nouveau incubé pendant 30 min à température ambiante (25 C^°), puis l'absorbance est mesurée

à 293 nm en utilisant un spectrophotomètre contre le blanc (0,5 ml de méthanol, de 1,3 ml du tampon phosphate et 0,2 ml de la xanthine oxydase). La solution de mélange de 0,5 ml de méthanol, 1,3 ml du tampon phosphate, de 0,2 ml de la xanthine oxydase et 1, 5 ml du substrat de xanthine est utilisé comme témoins (NUR ALAM et al., 2012).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.11.1- Principe

II.11.2- Dosage

Cette méthode est basé sur la réduction de couleur de la solution tamponnée de DEPG dans un tampon acétate et le chlorure ferrique. La procédure implique la mesure de la diminution de l'absorbance de DEPG en présence d'accepteurs avec maximum d'absorption de 505 nm. L'activité a été exprimée en pourcentage de réduction de DEPG (NUR ALAM et al., 2012).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.12.2- Dosage

Le dosage peut être effectué selon la méthode de FOGLIANO et al. (1999) par un mélange de 1 ml de solution de DEPG (200 mM), de 0,4 ml de chlorure ferrique (III) (0,05 M), et de 100 ml d'une solution tampon d'acétate de sodium à 0,1 M, en modifiant le pH à 5,25. Le mélange à être maintenu dans l'obscurité, sous réfrigération, et à une température basse (4-5 C^°). La réaction a lieu lorsque 50 uL de l'échantillon (une dilution de 1:10 dans de l'eau) est ajouté à 950 uL de solution de DMPD^.+. L'absorbance est mesurée après 10 min d'agitation continue, qui est le temps pris pour atteindre constante les valeurs de décoloration. Les résultats sont quantifiés en mm Tolox sur la courbe d'étalonnage correspondante (NUR ALAM et al., 2012).

II.13- Test qualitatif au â-carotène

II.13.1- Principe

Ce test permet de mettre en évidence le pouvoir antioxydant des extraits. En effet, l'acide linoléique oxydé en radical peroxyle agit sur le f3-carotène de couleur orange qui devient incolore. La présence d'antioxydant dans l'extrait de plante par exemple inhibe cette décoloration dans le milieu gélosé (GRAVEN et al., 1992).

II.13.2- Dosage

Préparer le milieu gélosé, dans un bécher, en dissolvant 0,75 % (masse/volume) d'agar dans l'eau distillée; chauffer en agitant sur une plaque chauffante. Laisser refroidir jusqu'à environ 50C^°, y transvaser 7,5 ml de solution acétonique de f3-carotène (1 mg/ml) et 1,5 ml de solution éthanolique d'acide linoléique (5 ìl ml d'éthanol); couler dans des boites pétri; laisser solidifier puis creuser des puits et y verser 30 ìl de chaque extrait (1mg/ml). Laisser incuber 3 à 4 h à 45C^°. Dans des boites témoins les extraits sont remplacés par la quercétine et le BHT (témoins positifs), l'éthanol (témoins négatifs).

Une zone de rétention de la couleur orange autour des puits indique l'activité antioxydant des extraits (BELHATTAB, 2007).

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II.15.1- Principe

Le test de blanchiment de f3-carotène couplé à l'auto-oxydation de l'acide linoléique est une méthode rapide basée principalement sur le principe que l'acide linoléique, qui est un acide gras insaturé, s'oxyde par les espèces réactives de l'oxygène (ROS) produits par l'eau oxygénée. Le produit formé lancera l'oxydation du f3-carotène, ce qui conduira à la décoloration. Les antioxydants diminuent le degré de décoloration, qui est mesurée à 434 nm (NUR ALAM et al., 2013).

II.15.2- Dosage

La méthode de KABOUCHE et al. (2007) consiste à mélangé la f3-carotène (0,5 mg) dans 1 ml de chloroforme avec 25 uL de l'acide linoléique et 200 mg de Tween-80. Le chloroforme est évaporé à 40 C^°. 100 ml d'eau distillée saturée avec de l'oxygène est lentement ajouté au résidu et la solution est agitée vigoureusement pour former une émulsion stable. 4 ml de ce mélange est ajouté dans les tubes à essai contenant 200 uL de l'échantillon préparé dans le méthanol à des concentrations finales (25, 50, 100, 200 et 400 ug / ml). Dès que la solution émulsionnée est ajouté aux tubes, l'absorbance de temps 0 est mesuré à 470 nm. Les tubes sont

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

incubés pendant 2 heures à 50 C^°. La vitamine C peut être utilisé comme standard (NUR ALAM et al., 2013).

L'activité antioxydant est calculée en pourcentage d'inhibition (I %) par rapport au témoin en utilisant l'équation suivante:

II.16- Capacité antioxydant totale (TAC)

II.16.1- Principe

La capacité antioxydant totale (TAC) des extraits des plantes est évaluée par la méthode de Phosphomolybdène. Cette technique est basée sur la réduction de molybdène Mo (VI) présent sous la forme d'ions molybdate MoO4^2- à molybdène Mo (V) MoO²⁺ en présence de l'extrait pour former un complexe vert de phosphate/ Mo(V) à pH acide (PRIETO et al.,1999).

II.16.2- Dosage

Un volume de 0.3 ml de chaque extrait méthanolique est mélangé avec 3 ml de solution du réactif (0.6 M acide sulfurique, 28 mM de phosphate de sodium et 4 mM de molybdate d'ammonium). Les tubes sont vissés et incubés à 95C^° pendant 90 min. Après refroidissement, l'absorbance des solutions est mesurée à 695 nm contre le blanc qui contient 3 ml de la solution du réactif et 0.3 ml du méthanol et il est incubé dans les mêmes conditions que l'échantillon. La capacité antioxydant totale est exprimée en milligramme équivalents d'acide ascorbique par gramme de la matière sèche (mg EAA/ g MS) (PRIETO et al., 1999).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.17.1- Principe

II.17.2- Dosage

Le radical hydroxyle (OH^°) est un radical libre extrêmement réactif formé dans les systèmes biologiques à partir d'anion superoxyde et le peroxyde d'hydrogène en présence des ions métalliques comme le fer et le cuivre suivant la réaction de HABER WEISS (CASTRO et FREEMAN, 2001). Ce radical possède un électron libre avec un potentiel de réduction plus élevé (2310 mV) lui permet de réagir avec les lipides, les protéines les polypeptides et l'ADN particulièrement la thiamine et la guanine (SIDDHURAJU et BECKER, 2007).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.18.1- Dosage

Le mélange réactionnel contient les réactifs suivants : 0,4 ml de la solution tampon phosphate

(50 mmol/ l, pH 7.4), 0,1 ml de l'extrait à différentes concentrations, 0,1 ml de l'EDTA (1.04 mmol/l), 0,1 ml de FeCl (1 mmol/l) et 0,1 ml de 2-désoxyribose (60 mmol/l). La réaction est commencée par l'addition de 0.1 ml de l'acide ascorbique (2 mmol/l) et 0.1 ml de _H2O2 (10 mmol/l). Après l'incubation à 37C^° pendant 1 heure, 1 ml de l'acide thiobarbutirique (TBA) (10g/l) est ajouté dans le milieu réactionnel suivi par 1 ml de l'acide chlorhydrique (HCl) (25%). Les mélanges sont placés au bain marie à 100C^° pendant 15 min puis sont refroidits avec de l'eau. L'absorbance des solutions est mesurée à 532 nm avec le spectrophotomètre contre le blanc. La capacité du piégeage du radical hydroxyle est évaluée comme le pourcentage d'inhibition de l'oxydation de 2-désoxyribose par les radicaux hydroxyles (HALLIWELL et al., 1987).

II.19- Peroxydation de l'acide linoléique

II.19.1- Principe

L'activité antioxydant des extraits de plantes est mesurée par l'inhibition de la peroxydation de l'acide linoléique en utilisant la méthode au thiocyanate ferrique, selon la méthode décrite par TAKAO et al. (1994) (BIDIE et al., 2011).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.19.2- Dosage

Premièrement, une émulsion de l'acide linoléique est préparée en mélangeant 0,028 g d'acide linoléique, 0,028 g de Tween 20 et 10 ml de solution tampon phosphate (0,04 M, pH 7.0). Le milieu réactionnel contient 600 ul de solutions d'extraits ou de l'antioxydant standard (BHT) à une concentration bien définie (50ug/ml) et 600 ul de l'émulsion de l'acide linoléique. Le contrôle négatif contient tous les réactifs sauf l'échantillon à tester (extraits ou antioxydant standard) qui est remplacé par un volume égal de la solution tampon. Après agitation, le mélange est incubé à 25C^° à l'obscurité. La lecture est faite après 15 min d'incubation puis chaque 24 heures pendant 96 heures, en mélangeant 1ml d'éthanol, 20 ul KCN, 20 ul d'échantillon et 20 ul de FeCl2 et après 3min, l'absorbance est lue à 500 nm contre un blanc d'éthanol (GULCIN, 2005).

Le pourcentage d'inhibition de la peroxydation lipidique est calculé selon l'équation suivante:

II.20- Procédé de phosphomolybdène

II.20.1- Principe

Ce procédé est une méthode spectroscopique pour la détermination quantitative de la capacité antioxydant, par la formation d'un complexe de phosphomolybdène. Le dosage est basé sur la réduction de Mo (VI) en Mo (V) par l'analyse de l'échantillon et la formation subséquente d'un vert phosphate Mo (V) complexe à pH acide. Antioxydant totale capacité peut être calculé par la méthode décrite par PRIETO et al. (1999) (NUR ALAM, 2013).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.20.2-Dosage

Mettre 0,1 ml de l'échantillon (100 ug) solution est combiné avec 1 ml de réactif (0,6 M d'acide sulfurique, 28 mM sodium phosphate et mM de molybdate d'ammonium 4). Le tube est coiffé et incubé dans un bain d'eau bouillante à 95C^° pendant 90 min. Après refroidissement de l'échantillon à la température ambiante, l'absorbance de la solution aqueuse est mesurée à 695 nm contre blanc dans spectrophotomètre UV. Une solution à blanc typique contenue 1 ml de solution de réactif et le cas échéant le même volume de solvant utilisé pour l'échantillon et on l'incube dans les mêmes conditions que reste de l'échantillon. Pour les échantillons de composition inconnue, la capacité antioxydant peut être exprimée en équivalents d'á- tocophérol (NUR ALAM, 2013).

II.21.1- Dosage

L'activité de piégeage de l'oxyde nitrique peut être mesurée par la réaction de GRIESS décrite par GREEN et al (1982) (NUR ALAM et al., 2012).

Chapitre II- Méthode d'étude d'activité des antioxydants des plantes médicinales

II.22.2- Dosage

Le mélange réactionnel contenant 4 ml de nitropruside de sodium à 10 mM, de 1 ml d'une solution saline du tampon phosphate (pH 7,4) et 1 ml de l'extrait à (0.1875-3mg/ml), l'acide ascorbique ou le BHT ont été incubées à 25 ^o C pendant 150 min. Après incubation, 0,5 ml de réactif de GRIESS (1% de sulfanilamide, 2% Ophosphoric et 0,1% d'acide NEDD) a été ajoutée en 0,5 ml de mélange réactionnel. Le mélange est incubé à l'abri de la lumière pendant 30 minutes. L'absorbance est mesuré à 535 nm contre le blanc (BUMRELA et NAIK, 2011).

Conclusion

Les antioxydants ont un rôle bénéfique pour la santé grâce à la protection contre les vieillissements, réduisent les risques de cancers et de maladies cardio-vasculaires...

Les principales méthodes d'évaluation du potentiel antioxydant des plantes médicinales ont été examinées et regroupées selon leurs principes.

Le test DPPH⁺ (2,2 DiPhenyle-1-Picryl-Hydrazyle) est basé sure la mesure de la capacité de piégeage de radicaux à l'aide de radical stable DPPH. Le test FRAP (Ferric reducing antioxidant power) est basé sur la réduction de fer ferrique en sel de fer par les antioxydants. Le paramètre d'antioxydant total de piégeage des radicaux (TRAP) est basé sur la protection fournie par les antioxydants sur la décroissance de la fluorescence de la R-phycoérythrine (R-PE). Le test ABTS (2,2-azinobis 3-ethyl-benzothyazoline 6-sulphonate) est basé sur neutralisation d'un radical cationique ABTS^.+. Le test de blanchissement du f3-carotène est déterminé en mesurant l'inhibition de la dégradation oxydatif au f3-carotène. La méthode de thiocyanate ferrique (FTC) est mesurée par l'inhibition de la peroxydation de l'acide linoléique. Le piégeage du radical superoxyde (O2^.-) (SRSA) est évalué la capacité d'un produit à capter un radical libre ; l'anion superoxyde. Le test ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity) permet de déterminer si une source organique possède un effet antioxydant en le comparant à un analogue de la vitamine E. Le piégeage du peroxyde d'hydrogène (H2O2 scavenging activity) pour permet l'évaluation de la capacité du piégeage du peroxyde d'hydrogène est basée sur l'absorption de cette molécule dans le domaine de l'UV. La méthode de la xanthine oxydase est basée sur l'inhibition de la XO (Xanthine oxydase) a qui conduit à une diminution de la production d'acide urique, qui a été déterminée par spectrophotométrie. La méthode de DEPG (N,N-dimethyl-p-phenylene diaminedihydrochloride) est basée sur la réduction de solution tamponnée de DEPG . Le test qualitatif au f3-carotène permet de mettre en évidence le pouvoir antioxydant des extraits. En effet, l'acide linoléique oxydé en radical peroxyl agit sur le f3-carotène de couleur orange qui devient incolore. La présence d'antioxydant dans l'extrait de plante par exemple inhibe cette décoloration dans le milieu gélosé. Pouvoir réducteur les extraits étaient déterminés pour leur réduction de la puissance de modifier. Le test de blanchiment de f3-carotène couplé à l'auto-oxydation de l'acide linoléique est principalement basé sur le principe que l'acide linoléique La chélation de fer est basée sur l'inhibition de la formation du complexe Fe(II)-Ferrosine. La capacité antioxydant totale (TAC) est évaluée par la méthode de Phosphomolybdène. Le piégeage du radical hydroxyle (OH^o) est basé sur la capacité des substances à piéger le radical hydroxyle est souvent évaluée par le pourcentage d'inhibition de la réaction du radical OH
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Conclusion

avec une molécule détectrice. La peroxydation de l'acide linoléique est déterminée selon la méthode de thiocyanate ferrique .Le procédé de phosphore molybdène est basé sur la détermination quantitative de la capacité antioxydant, par la formation d'un complexe de phosphomolybdène. Le procédé de réduction est basé sur le principe d'augmentation de l'absorbance des mélanges réactionnels. L'augmentation de l'absorbance indique une augmentation de l'activité antioxydant.

ADEOLU A A., FLORENCE O J., ANTHONY J A., PATRICK J M., 2008. Antioxidant activities and phenolic contents of the methanol extracts of the stems of Acokanthera oppositifolia and Adenia gummifera. BMC Complementary and Alternative Médicine. (8) :1-7.

AHAMET S., 2003. Etude phytochimique et des activités biologiques de Balanites aegyptiaca L. (Balanitaceae). Thèse de doctorat en pharmacie. Université de Bamako : 117 P.

ATHAMENA S., CHALGHEM I., KASSAH-LAOUAR A., LAROUI S., KHEBRI S., 2010. Activite anti-oxydante et antimicrobienne d'extraits de Cuminum cyminum L. Lebanese Science Journal. Vol 11 (1):72p.

AWIKA J M., ROONEY L W., 2004 . Sorghum phytochemicals and their potential impact on human health. Photochemistry. (65):1199-1221.

BA K., TINE E., DESTAIN J., CISSE C., THONART P., 2010. Étude comparative des composés phénoliques, du pouvoir antioxydant de différentes variétés de sorgho sénégalais et des enzymes amylolytiques de leur malt. Biotechnol. Agron. Soc. Environ. Vol 14(1): 131-139.

BELHATTAB R., 2007. Composition chimique et activité antioxydante , antifongique et anti aflatoxinogene d'extraits de Origanum glandulosum Desf. et Marrubium vulgare L (famille des Lamiaceae). Thèse de doctorat en Biologie. Université de Ferhat Abbas -setif : 10p.

BELKHEIRI N., 2010. Derives phenoliques à activite antiatherogenes. Thèse de doctorat en Chimie-Biologie-Santé .Université Toulouse III : 34p.

BENBRINIS S., 2012. Évaluation des activités antioxydante et antibactérienne extraits de santolina chamaecyparissus. Mémoire de magister en biochimie. Université de Ferhat Abbas-setif : 33p.

BENBROOK M., 2005. Accroitre la teneur antioxydants des aliments grâce à l'agriculture et à la transformation alimentaire biologiques. Ed.The organic center : 6-8.

BESANÇON., 2012. Progrès en dermato - Allergologie. Ed. John libbey Eurotext. Paris: 111p.

BIDIE PH., N'GUESSAN B., YAPO F., N'GUESSAN J., DJAMAN A., 2011. Activités antioxydantes de dix plantes medicinales de la pharmacopée ivoirienne. Sciences & Nature .Vol 8 (1): 5p.

BLOIS M S., 1958. Antioxidant determinations by the use of stable free radical. Nature. (181) : 1199-1200.

BORDEQUX., 2009. Progrès en dermato - Allergologie. Ed. John libbey Eurotext, Paris: 251p.

BOSSOKPI I P L., 2002. Etude des activités biologiques de Fagara zanthoyloides Lam (Rutaceae).Thèse de doctorat en pharmacie. Université de Bamako : 9p.

BOUGANDOURA N., BENDIMERAD N., 2013. Evaluation de l'activité antioxydante des extraits aqueux et méthanolique de Satureja calamintha ssp. Nepeta (L.) Briq. Nature & Technologie. (9): 15p.

BRAND-WILLIAMS W., CUVELIER M E., BERSET C., 1995. Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. Lebensmitel-Wissenschauft and Technologie. (28): 25-30.

BUMRELA S., NAIK S., 2011. Identification of ß-carotene and ß-sitosterol in methanolic extract of Dipteracanthus patulus (Jacq) nees and their role in antimicrobial and antioxidant activity. International journal of phytomedicine. (3): 207p.

CAO G., ALESSIO H M., CULTER R G., 1993. Oxygen radical absorbance capacity assay for antioxidant free radicals. Biol. Med. (14):303-311.

CASTRO L., FREEMAN B A., 2001. Reactive oxygen species in human health and disease.Nutrition. (170): 161-165.

CHEICK TRAORE M., 2006. Etude de la phytochimie et des activites biologiques de quelques plantes utilisees dans le traitement traditionnel de la dysmenorrhee au mali. Thèse de doctorat en pharmacie. Universite de Bamako : 72p.

CONGO M., 2012. Etude des propriétés antiradicalaire et antiproliferative d'extraits de feuilles et de rameaux de Salvadora Persica L. (Salvadoraceae).Thèse de pharmacie. Université d'Ouagadougou Burkina Faso : 42p.

COLETTE E., 2003. Etude phytochimique et pharmacologique de 5 recettes traditionnellesutilisées dans le traitement des infections urinaires et de la cystite. Thèse de doctorat en Pharmacie. Université de Bamako : 147 P.

DESCEEMAEKER K., 2004. Nutri- & Phytothérapie: développements récents. Ed. Garant: 4151.

DIALLO A., 2005. Etude de la phytochimie et des activités biologiques de syzygium guineense WILLD(MYRTACEAE). Thèse de doctorat en pharmacie. Univercité de Bamako :13-14.

DIARRA Y., 2006. Etude de la phytochimie et des activités bioligiques de acanthospermum hispidum dc. (astraracea ) et curculigo pilosa schum .et thonn.(hypoxidaceae), deux plantes utilisées dans le traitement traditionnel de l'hypertrophie benige de la prostate(hbp). Thèse de doctorat en pharmacie. Universite de Bamako : p47.

EL KALAMOUNI C., 2010. Caractérisations chimiques et biologiques d'extraits de plantes aromatiques oubliées de Midi-Pyrénées. Thèse de doctorat en sciences des Agroressources .Université de Toulouse : 61-62.

FREI B., STOCKER R., ENGLAND L., AMES BN., 1990. Ascorbate the most effective antioxidant in human blood plasma. Adv. Med. Exp. Biol. (264):155-163.

GEORGIEVA S., BOYADZHIEV L., ANGELOV G., 2010. Caractérisation des vins bulgares par leur capacité antioxydant. Revue de génie industriel. (5):124-132.

GHAISAS M., NAVGHARE V., TAKAWALE A., ZOPE V., DESHPANDE A., 2008. In-vitro antioxidant activity of tectona grandis linn. Pharmacologyonline . (3): 300p.

GRAVEN E., DEAN S., SVOBODA K., MAVI S., GUNDIDZA M., 1992. Antimicrobial and antioxidative properties of the volatile (essential) oil of Artemisia afra Jacq. Flavour. Fragr. J. (7): 121-123.

GULCIN I., ALICI H A., CESUR M., 2005. Determination of in vitro antioxidant and radical scavenging activities of propofol. Chemical and Pharmaceutical Bulletin. Vol 53(3): 281-285.

HALLIWELL B., GUTTERIDGE J M C., ARNOMA O L., 1987. The deoxyribose method: A simple test tube assay for the determination of rate constant for reaction of hydroxyl radical. Anal Biochem. (1): 215-219.

ISERIN P., 2001. Larousse des plantes medicinales : Identification, préparation, soins. Ed. Larousse: 10p.

JAYAPRAKASH G K., SINGH R P., SAKARIAH K K., 2001. Antioxidant activity of grape seed extracts on peroxidation models in-vitro.J Agric. Food Chem. (55): 1018-1022.

JIRI S., MARKETA R., OLGA K., PETR S., VOJTECH J., LIBUSE T., LADISLAV H., MIROSLAVA B., JOSEF Z., IVO P., RENE K., 2010. Fully Automated Spectrometric Protocols for Determination of Antioxidant Activity: Advantages and Disadvantages. Molécules . (15): 8618-8640.

KOEN D., 2004. Nutri- et phytothérapie. Développements récents-4. Ed. Garant : 41-42.

KOUAMÉ J., GNOULA C., PALÉ E., BASSOLÉ H., GUISSOU I P., SIMPORÉ J., NIKIÉMA J B., 2009. Etude des propriétés cytotoxiques et anti-radicalaires d'extraitsde feuilles et de galles de Guiera senegalensis J. F. Gmel (Combretacae). Science et technique, Sciences de la santé. Vol 32 (1 et 2) :14p.

MAATAOUI B S., HMYENE A., HILALI S., 2006. Activités anti-radicalaires d'extraits de jus de fruits du figuier de barbarie (Opuntia ficus indica). Lebanese Science Journal. (1):3-8.

MALGALHAE L M., SEGUNDO M A., REIS S., LIMA J., 2008. Methodological aspects about vitro evaluation of antioxidant properties . Analytica Chemical Acta.(613) :1-19.

MARIE-CLAUDE M., 2004. Les antioxydants. Actifs et additifs en cosmétologie .Ed.Tec & Doc : 337 -352.

MEDDOUR A., YAHIA M., BENKIKI N., AYACHI A., 2013. Étude de l'activité antioxydante et antibactérienne des extraits d'un ensemble des parties de la fleur du capparis spinosa l. Lebanese Science Journal. Vol 14 (1): 52p.

MIKA A., MINIBAYEVA F., BECKETT R., LÜTHJE S., 2004. Possible functions of extracellular peroxidases in stress-induced generation and detoxification of active oxygen species. Phytochemistry Reviews. (3):173-193.

MILBURY P., RICHER A., 2008. Understanding the Antioxidant Controversy. Ed. Praeger: 81p.

MOLYNEUX P., SONGKLANAKARIN J., 2004. The use of the stable free radical diphenylpicrylhydrazyl (DPPH) for estimating antioxidant activity. SciencesTechnology .Vol 26 (2) : 211-219.

MUANDA F., 2010. Identification de polypheols , evaluation de leur activite antioxydante et etude de leur proprietes biologiques. Thèse de doctorat en chimie organique .Université Paul Verlaine-Metz : 55p.

NUR ALAM M., BRISTI N., RAFIQUZZAMAN M., 2013. Review on in vivo and in vitro methods evaluation of antioxidant activity. (21) :145-149.

OSKOUEIAN E., ABDULLAH N., HENDRA R., KARIMI E., 2011. Composés bioactifs, antioxydant, la xanthine oxydase inhibiteur, inhibiteur de la tyrosinase et anti-inflammatoires de la sélection agro-industriel des sous-produits. (12): 8616p.

OU B., HAMPSCH-WOODILL M., PRIOR R L., 2001. Development and validation of an improved oxygen radical absorbance capacity assay using fluorescein as the fluorescent probe. Journal of Agricultural and Food Chemistry. (49): 4619-4626.

PAREJO I., VILADOMAT F., BASTIDA J., ROSAS-ROMERO A., FLERLAGE N., BURILLO J., CODINA C., 2002. Comparison between the radical scavenging activity and antioxidant activity of six distilled and non distilled Mediterranean herbs and aromatic plants. J Agric Food Chem. (5) : 6882-6884.

PASTRE J., PRIYMENKO N., 2007. Intérêt des anti-oxydants dans l'alimentation des carnivores domestiques. Revue Méd. Vét. (4) :187p.

PELLETIER E., CAMPBEL P., DENIZEAU F., 2004. Ecotoxicologie moléculaire. Ed. Presses de l'universite du Quebec.canada : 182p.

PELLI K., LYLY M., 2003. Les antioxydants dans l'alimentation. VTT Biotechnology Finlande.

PRIETO P., PINEDA M., AGUILAR M., 1999. Spectrophotometric quantitation of antioxidant capacity through the formation of a phosphomolybdenum complex: specific application to the determination of vitamin E. Anal. Biochem. (269): 337-341.

PRIOR R L., HOANG H., GU L., 2003. Assays for hydrophilic and lipophilic antioxidant capacity (oxygen radical absorbance capacity (ORAC (FL)) of plasma and other biological and food samples. J. Agric. Food Chem. (51):3273-3279.

PRIOR R L., WU X., SCHAICH K., 2005. Standardized Methods for the Determination of Antioxidant Capacity and Phenolics in Foods and Dietary Supplements . Agric. Food Chem. (53) : 4290-4302.

ROLLAND Y., 2004. Actualités des lipides en cosmétique .Antioxydants naturels végétaux. OCL. Vol 11(6) : 419 - 424.

SHRINIVAS B., SURESH R N., 2011. Identification of 3-carotene and 3-sitosterol in methanolic extract of Dipteracanthus patulus (Jacq) nees and their role in antimicrobial and antioxidant activity. International Journal of Phytomedicine. (3): 20.

SIDDHURAJU P., BECKER K., 2007. The antioxidant and free radical scavenging activities of processed cowpea (Vigna unguiculata (L.) Walp) seed extracts. Food Chem, 101: 10-19.

SINGLETON V L., ROSSI J A., 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of Technology and Viticulture. (16) : 144-153.

TANGUY M., 2009. Antioxydants Première partie : Les antioxydants dans l'alimentation . Médecine. Vol 5 (6):256-260.

TEPE B., SOKMEN M., AKPULAT H A., SOKMEN A., 2006. Screening of the antioxidant potentials of six Salvia species from Turkey. Food Chem. (95) : 200-204.

TOUSSANT B., 2008. Oxygène et stress oxydants, Faculté de Médcine de Greenble (UJF), Université Jose Ph.Furier :19p.

VAN ACKER S., TROMP M., HAENEN G R M M., VAN DER VIJGH W., BAST A., 1995. Flavonoids as scavengers of nitric oxide Radical. Biochem. Biophy. Res. Co. Vol 214 (3):755759.

L'activité antioxydant des plantes médicinales est évaluée soit par le dosage des produits formés (en particulier des hydroperoxydes) par des techniques photométriques plus ou moins directes, soit par la mesure de l'efficacité du composé à piéger des radicaux libres.

Les principales méthodes d'évaluation de l'activité des plantes médicinales sont : ORAC (oxygen radical absorbance capacity), TEAC (Trolox equivalent antioxidant capacity) ou ABTS (2,2-azinobis 3-ethyl-benzothyazoline 6-sulphonate) et DPPH⁺ (2,2- diphényl-1-picrylhydrazyl). Ces méthodes se différentent par les mécanismes de réduction des radicaux libres par les antioxydants: par transfert d'électron ou par transfert d'atome d'hydrogène. Les méthodes ABTS^.+, Decolorization Assay (ou TEAC) et DPPH sont basées sur le transfert l'électron, alors que la méthode ORAC sont basée sur le transfert d'un atome d'hydrogène.

Mots clés : activité antioxydant, plantes médicinales, techniques photométriques, piégeage des radicaux libres.

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ORAC (oxygen radical absorbance capacity), TEAC (Trolox equivalent antioxidant capacity) æ ABTS (2,2-azinobis 3-ethyl- benzothyazoline 6-sulphonate) æ DPPH+ (2,2- diphényl-1-picrylhydrazyl).

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The antioxidant activity of medicinal plants is measured either by assaying the products formed ( in particular hydroperoxides) by photometric techniques of varying direct or through measuring the efficiency of the compound to scavenge free radicals .The main methods for assessing the activity of medicinal plants are : ORAC ( oxygen radical absorbance capacity) , TEAC ( Trolox equivalent antioxidant capacity) or ABTS (2,2- azinobis 3 -ethyl- 6 -sulphonate benzothyazoline ) and DPPH⁺ ( 2,2 - diphenyl-1 - picrylhydrazyl ) by these methods different mechanisms reduce the free radicals by the antioxidants : singlet by electron transfer or by hydrogen transfer.The ABTS^.+ Methods, decolorization Assay ( or TEAC ) DPPH and is based on the electron transfer singlet , while the ORAC method is based on the transfer of a hydrogen atom .

Key words: antioxidant activity, medicinal plants, photometric techniques, scavenging free radicals.