Pathologies de l’appareil génital chez la brebis

Promotion 2020/2021

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTÈRE DE L'ENSEIGNEMENT SUPÉRIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE UNIVERSITE DES SCIENCES ET DE LA TECHNOLOGIE HOUARI BOUMEDIENE

FACULTÉ DES SCIENCES BIOLOGIQUES

Mémoire de projet de fin d'études en vue de l'obtention du Diplôme de Master

Domaine : Sciences de la Nature et de la Vie
Spécialité : Biologie et Physiologie de la Reproduction

Thème

Pathologies de l'appareil génital chez la brebis

Présenté par :

Melle AZI Ania Sabrina & Melle MAGHNI Fatma

Soutenu le 15/07/2021 devant le jury :

Promotrice :	Dr. MIMOUNE N.	Maitre de conférences A	ENSV
Co-promotrice :	Pr. CHARALLAH S.	Professeur	FSB-USTHB
Examinateur 1 :	Pr. KHELEF Dj.	Professeur	ENSV
Examinatrice 2 :	Dr. KHALDOUN M.	Professeur	FSB-USTHB

REMERCIEMENTS

Nous remercions vivement notre promotrice, Docteur Mimoune Nora, de nous avoir aidées à mener à bien ce travail de recherche. Les conseils et les connaissances qu'elle nous a prodigués nous ont été d'un grand secours. Nous lui exprimons notre profonde gratitude pour son soutien et l'intérêt qu'elle a porté à notre travail, ainsi que pour la confiance qu'elle nous a témoignée.

Nous exprimons également toute notre reconnaissance à notre co-promotrice, Professeur Charallah Salima, pour ses précieux conseils, son aide inestimable et sa patience.

Nous tenons aussi à remercier Professeur Khelef Djamel et Docteur Khaldoun Mounira, qui nous ont fait l'honneur d'examiner et d'évaluer notre travail.

Ce travail n'aurait pas pu aboutir sans la contribution et l'aide considérables du Docteur Kaddour Rachid, Responsable du Laboratoire d'anatomo-pathologie à l'École Nationale Supérieure Vétérinaire. Nous lui exprimons pour cela toute notre gratitude.

Nous remercions également l'équipe vétérinaire de l'abattoir des Eucalyptus, en particulier Docteur Bouabdellah Amal et Docteur Taklait Akila, qui se sont montrées très obligeantes à notre égard, ainsi que M. Oumouhand Ouamar et les autres fonctionnaires de l'abattoir pour leur entière coopération.

Nous adressons enfin nos remerciements à tous ceux qui se sont montrés coopératifs dans le cadre de notre travail, en particulier Mme Henna Kamilia, doctorante et enseignante vacataire à l'USTHB, pour son aide et sa bienveillance ainsi que M. Abdelaziz Abdelhafid, Directeur adjoint chargé des systèmes d'information et de la communication et des relations extérieures à l'École Nationale Supérieure Vétérinaire, pour son accueil, sa coopération et ses services.

Azi Ania Sabrina

Dédicaces

Ames chers parents

Sans _qui _je ne serai pas là ou _je suis au_jourd'hui

Amon frère et mes soeurs

Pour leur soutien et leur présence, tout particulièrement à ma soeur `Yasmine' sans _qui _je n'aurai pu finir cette année universitaire et présenter cet humble travail, elle _qui était tou_jours à mes cotés dans les moments les plus dificiles. Je la remercie pour ses précieux conseils, son encoura_gement continu et surtout pour sa confiance en moi et son amour inconditionnel.

A ma chère binôme Fatma

Je n'aurai pas pu rêver d'avoir un meilleur binôme, travailler à tes cotés fut un réel plaisir.

ABab_y et Frankl_yn Pour leur afection.

Atous mes amis sans exception

Et une spéciale dédicace à tous mes tweetos dz _qui se reconnaîtront.

J'espère avoir été à la hauteur de vos espérances.

Je vous remercie du fond du coeur.

Dédicaces

Je dédie ce travail à :

La mémoire de mes grands-
mères Fatma Ouammour et
Amrouche Chabha

Mes chers parents

Mes frères Redouane & Billal

Ma binôme et amie Ania

Mon amie Lylia.

Maghni Fatma

RÉSUMÉ

Cette étude porte sur le diagnostic en post mortem des pathologies de l'appareil génital chez la brebis. L'échantillon des matrices analysées a été collecté au niveau de l'abattoir des Eucalyptus, dans la wilaya d'Alger, durant une période de 3 mois, allant du 1^er avril au 30 juin 2021. Outre le diagnostic des pathologies, ce travail a également pour objectif le dénombrement et l'estimation de la fréquence des différentes affections.

A cet effet, nous avons adopté une méthodologie qui s'articule autour d'un diagnostic macroscopique des matrices et d'un diagnostic microscopique sur des coupes histologiques.

Le diagnostic macroscopique a révélé que sur un total de 269 matrices examinées, 34 (14%) ont présenté des lésions pathologiques sur les différentes parties du tractus génital femelle. Les pathologies de l'utérus étaient les plus fréquentes avec un taux de 76.47%, suivies des pathologies de l'oviducte (11.76%), puis des pathologies congénitales qui ont enregistré un taux de 8.82% et enfin, les pathologies de l'ovaire avec un taux de 2.94%.

Par ailleurs, l'observation microscopique a permis de confirmer ces pathologies suspectées lors de l'examen visuel et de décrire les lésions à l'échelle microscopique.

Enfin, les résultats collectés ont démontré une forte corrélation entre les pathologies rencontrées en post-mortem et l'impact sur la reproduction des femelles.

Mots-clés : appareil génital femelle, pathologies, brebis, post-mortem, macroscopie, microscopie.

LISTE DES ABREVIATIONS

FSH: Follicle Stimulating Hormone

G: Grandissement

GnRH: Gonadotropin-Releasing Hormone

HE: Hémalun Éosine

LH: Luteinizing Hormone

LHRH: Luteinizing Hormone Releasing Hormone

PGF2á: Prostanglandine F2á

SOMMAIRE

INTRODUCTION 1

Rappel bibliographique 1

Chapitre I. Anatomie et physiologie de l'appareil génital de la brebis 2

1. Anatomie 2

1.1. Ovaires 2

1.2. Voies génitales 2

1.2.1. Oviductes 2

1.2.2. Utérus 2

1.2.3. Cervix 3

1.3. Organe d'accouplement 3

1.3.1. Vagin 3

1.3.2. Vulve 3

2. Physiologie sexuelle de la brebis 4

2.1. Le cycle sexuel de la brebis 4

2.1.1. Phases du cycle sexuel 5

2.1.2. Facteurs influençant la reproduction 5

2.2. Control hormonal du cycle oestral 6

Chapitre II. Pathologies du tractus génital de la brebis 8

1. Pathologies du vagin 8

1.1. Vaginites 8

1.2. Kystes des conduits de Gartner 8

1.3. Prolapsus vaginal 8

1.5. Pneumo et Urovagin 9

2. Pathologies de l'ovaire 9

2.1. Anomalies de développement 9

2.1.1. Agénésie ovarienne 9

2.1.2. Hypoplasie ovarienne 9

2.2. Anomalies fonctionnelles 10

2.2.1. Kyste para ovarien 10

2.2.2. Kyste ovarien 10

2.2.3. Oophorite 10

3. Pathologies de l'utérus 10

3.1. Anomalies congénitales 10

3.1.1. Atrésie, aplasie et hypoplasie utérines 10

3.1.2. Utérus unicorne ou mono-corne 10

3.1.3. Utérus didelphe 11

4. Anomalies des trompes utérines 11

4.1. Hydrosalpinx 11

4.2. Pyosalpinx 11

4.3. Salpingite 11

5. Infections du corps de l'utérus 11

5.1. Endométrite 11

5.2. Pyomètre 12

5.3. Pathologies de la gestation en relation avec la mort foetale 12

6. Anomalies du col de l'utérus 12

6.1. Cervicite 12

MATERIEL & METHODES 13

1. Objectifs de l'étude 13

2. Matériel 13

3. Méthodes 14

3.1. Population et lieu d'étude 14

3.2. Examen macroscopique 14

3.3. Examen microscopique 15

3.4. Analyse statistique 18

RÉSULTATS 19

1. Étude macroscopique 19

1.1. Anomalies relevées sur l'utérus 21

1.2. Anomalies relevées sur les oviductes 22

1.3. Anomalies relevées sur les ovaires 23

2. Étude microscopique 23

2.1. Observation microscopique des utéri 24

2.2. Observation microscopique des ovaires 25

2.3. Observation microscopique du cervix 26

2.4. Observation microscopique des oviductes 26

DISCUSSION 27

CONCLUSION 30

RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES 31

LISTE DES TABLEAUX 35

LISTE DES FIGURES 36

Annexes 357

Introduction

1

INTRODUCTION

L'élevage ovin occupe une place très importante en Algérie. Le cheptel est formé de près de 23 millions de têtes, contribue à plus de 50% dans la production nationale de viandes rouges et représente 10 à 15% du produit intérieur agricole brut (Bencherif, 2011).

L'élevage ovin est pratiqué dans les différentes zones climatiques du pays, du littoral jusqu'aux oasis du Sahara. Ceci est possible en raison de la grande diversité des races locales, caractérisées par leur rusticité remarquable ainsi que par leur grande résistance et adaptabilité au climat, ce qui est spécifique à l'espèce ovine.

Les ovins sont parmi les espèces les plus prolifiques, avec une grande diversité génétique, ce qui engendre une large variété de races mais également un grand potentiel de reproduction (Gordon, 1997). Cette grande productivité est directement liée à la fertilité. Cette dernière est influencée par l'état sanitaire des ovins, ainsi que par d'autres facteurs, tels que la saison, l'environnement, la race, l'âge et l'alimentation.

L'infertilité liée à des pathologies congénitales ou acquises de l'appareil génital chez les ovins engendre des pertes économiques importantes dans les élevages, notamment lorsqu'elles ne sont pas détectées à temps, que ce soit chez le mâle ou la femelle. C'est pour cela que l'étape de la détection reste essentielle dans tout élevage pour pouvoir faire un diagnostic adéquat afin de remédier aux pathologies ou effectuer une réforme des individus atteints et non performants, ce qui permettra à terme d'atteindre une efficacité reproductrice maximale (Regassa et al., 2003).

En Algérie, très peu de données sont disponibles sur la fréquence et la nature des anomalies génitales à l'origine de l'infertilité et des troubles de reproduction chez les ovins. C'est pour cela que nous avons choisi, dans le cadre de ce travail, d'effectuer une étude portant sur le diagnostic macroscopique et microscopique en post mortem de différentes anomalies et pathologies qui affectent l'appareil reproducteur de la brebis.

A cet effet, nous avons procédé à la collecte d'un échantillon de matrices de brebis au niveau de l'abattoir des Eucalyptus, dans la wilaya d'Alger, ce qui nous a permis de déterminer les types de lésions et d'anomalies génitales présentes sur le terrain ainsi que la fréquence de leur occurrence.

Dans ce qui suit, nous allons, dans un premier temps, décrire l'anatomie et la physiologie de l'appareil génital ainsi que les pathologies du tractus génital de la brebis. Dans un second temps, nous allons présenter la méthodologie empirique que nous avons adoptée afin de mener à bien ce travail, pour ensuite décrire et discuter les résultats obtenus.

Rappel

bibliographique

2

Chapitre I. Anatomie et physiologie de l'appareil génital de la brebis 1. Anatomie

L'appareil génital femelle est le siège de la genèse des gamètes (ovules), des hormones sexuelles régulant le cycle reproductif, la fécondation, la parturition et enfin la lactation (Vaissaire, 1977).

L'appareil génital de la brebis comporte 3 grandes parties (Figure 1) :

? Les ovaires.

? Les voies génitales.

? L'organe d'accouplement.

1.1. Ovaires

Les ovaires forment une partie du système reproductif femelle. Ils sont homologues des testicules chez le mâle. Chez les ruminants, les ovaires se situent en arrière des reins près de l'entrée du bassin (Barone, 1990). Ils produisent les ovules ainsi que les hormones sexuelles femelles (oestrogènes et progestérone) (Erickson, 1978). Ils ont une forme sphéroïde aplatie ou bien ovale presque arrondie et sont constitués de deux zones : la medulla au centre, entourée par le cortex (Bloom et Fawcett, 1975).

La surface de l'ovaire est bordée pas un épithélium squameux et séreux simple, délimité par une couche de tissu conjonctif irrégulier, dense et peu vascularisé qui forme la tunique albuginée. Son apparence est irrégulière de par la présence de follicules et corps jaunes, formant de fortes saillies en surface (Barone, 1990).

Les dimensions de l'ovaire chez la brebis sont présentées ci-dessous :

Tableau 1. Les différentes dimensions de l'ovaire chez la brebis (Barone, 1990 ; Altman, 1962).

Dimensions	Poids	Longueur	Largeur	Épaisseur
Brebis	2g	20mm	15 à 20mm	10mm

1.2. Voies génitales 1.2.1. Oviductes

Les oviductes sont des prolongements tubulaires de 10 à 20 cm des cornes utérines qui se terminent par une structure évasée, le pavillon. Ce dernier recouvre en partie l'ovaire et sert à capter l'ovule au moment de l'ovulation. L'ovule ainsi capturé est acheminé à l'aide de cils et de contractions musculaires jusqu'à la trompe de Fallope, site de la fécondation. (Castonguay, 2018) (Figure 1).

1.2.2. Utérus

L'utérus est l'organe de gestation. Il assure la nutrition et la protection du foetus durant son développement. L'utérus de brebis est de type bipartitus, c'est-à-dire qu'il est constitué d'un corps court de 1 à 2 cm et de deux longues cornes mesurant entre 10 et 15 cm. A leur base, les cornes évoluent côte à côte sur une bonne longueur puis elles se séparent et se dirigent latéralement et forment des circonvolutions. Elles ont un diamètre de 10 mm qui va en diminuant à mesure qu'elles s'approchent des oviductes pour mesurer 3 mm.

3

Histologiquement, l'utérus est tapissé par une muqueuse très vascularisée, l'endomètre. Il assure la survie et le développement du foetus durant la gestation. L'endomètre est recouvert par une couche musculaire, le myomètre, dont le rôle consiste à se contracter pour aider les spermatozoïdes à atteindre l'oviducte et pour permettre l'expulsion du ou des foetus au moment de l'agnelage. L'endomètre comporte des structures en forme de champignons, les caroncules qui servent de points de fixation pour les membranes foetales durant la gestation. On en compte 70 à 100 dans un utérus de brebis (Castonguay, 2018) (Figure 1).

1.2.3. Cervix

Le cervix ou le col de l'utérus est la partie qui sépare l'utérus du vagin. Sa muqueuse est mince et sécrète du mucus cervical. L'épithélium est columnaire et possède peu de cellules et de mucocytes. Le chorion est dense et possède peu de cellules par rapport à celui de l'endomètre. Le tissu musculaire du cervix est constitué de muscles lisses ainsi que de fibres de collagène. Les anneaux cervicaux forment une série de crêtes dures ou de plis annulaires (Barone, 1978 cité dans Zebiri, 2007) (Figure 1).

1.3. Organe d'accouplement 1.3.1. Vagin

Le vagin constitue avec la vulve l'organe d'accouplement. Il mesure entre 10 et 14 cm chez la brebis. L'aspect de la muqueuse change en fonction du stade du cycle sexuel. Au moment des chaleurs, le vagin contient un fluide plus ou moins visqueux sécrété par le col de l'utérus et la muqueuse est rougeâtre à cause de l'augmentation du flux sanguin. Quand la muqueuse parait sèche et de couleur pâle ceci signifie que la brebis n'est probablement pas en chaleur. Ce phénomène peut facilement être observé lors des inséminations. Chez l'agnelle, une mince membrane obstrue partiellement le vagin, l'hymen. Celui-ci est perforé lors de la première insémination (Baril et al., 1998 cité dans Khiati, 2013) (Figure 1).

1.3.2. Vulve

La vulve est la partie commune aux systèmes reproducteur et urinaire. On peut distinguer l'orifice externe de l'urètre provenant de la vessie s'ouvrant dans la partie ventrale, qui marque la jonction entre la vulve et le vagin. Les lèvres et un clitoris très court constituent les autres parties de la vulve (Castonguay, 2018) (Figure 1).

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Figure 1. Système reproducteur de la brebis (Bonnes et al., 1988).

2. Physiologie sexuelle de la brebis 2.1. Le cycle sexuel de la brebis

Le mouton domestique est une espèce polyoestrienne, saisonnière. D'une manière générale dans l'hémisphère nord la « breeding-saison » commence en septembre et se continue tout au long de l'hiver ; dans l'hémisphère sud, au contraire, elle débute au mois de mars (Dérivaux et Ectors, 1980).

Le cycle sexuel ou oestral est l'intervalle entre deux chaleurs consécutives. Il dure en moyenne 17 jours chez la brebis, et peut varier entre 14 et 19 jours selon les races, l'âge, les individus et la période de l'année. Par convention, le jour 0 correspond arbitrairement au jour du début des chaleurs (Castonguay, 2018).

Durant le cycle oestral, l'appareil génital de la femelle présente des modifications structurales, morphologiques, histologiques et hormonales au niveau de l'appareil reproducteur se produisant toujours de la même façon et revenant à intervalle périodique selon un rythme bien défini ; c'est la période d'activité sexuelle, ces derniers ne sont interrompus que par la gestation (Dérivaux, 1971; Baudet, 2017).

Heape (1990) a décrit les phases du cycle oestral comme étant le prooestrus, l'oestrus, le metoestrus et le dioestrus. Plus communément, le cycle oestral est divisé en deux phases, la phase folliculaire et la phase lutéale. La transition de la phase folliculaire à la phase lutéale est marquée par l'ovulation (Gordon, 1997).

Chez les ruminants, les cycles oestraux débutent au moment de la puberté et se poursuivent toute la vie. Il n'y a interruption des cycles oestraux que lors de la gestation, de la période postpartum, de l'anoestrus saisonnier ou d'anoestrus pathologiques.

La puberté correspond à l'observation du premier comportement oestral de la jeune agnelle. Dans des conditions normales d'élevage, l'agnelle atteint la puberté vers l'âge de 5 à 9 mois.

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Cependant, l'âge à la puberté dépend de nombreux facteurs génétiques et environnementaux dont les principaux sont la race, le poids, la saison de naissance et l'environnement (Castonguay, 2018).

2.1.1. Phases du cycle sexuel

a. OEstrus

L'oestrus, ou chaleurs, correspond à la période durant laquelle la femelle accepte le mâle et où sa fertilité est maximale. Les manifestations comportementales des chaleurs sont dues à une forte concentration sanguine d'oestrogènes au moment de cette période d'oestrus. Cependant, contrairement à la vache, les signes de chaleurs sont discrets chez la brebis. Comparée aux autres ruminants, la brebis extériorise moins ses chaleurs. En présence d'un bélier, les brebis en chaleurs cherchent le contact, reniflent leurs scrotums et présentent des mouvements rapides de la queue. Si le bélier cherche à les saillir, elles restent immobiles au chevauchement. Cependant, en l'absence de bélier ou en présence d'un bélier inexpérimenté, les chaleurs peuvent passer inaperçues. L'oestrus dure en moyenne 36 heures mais cette durée varie selon l'âge et la race de l'animal (Henderson et Robinson, 2007).

La durée des chaleurs est généralement plus courte chez les agnelles et plus longue en milieu de saison sexuelle qu'au début ou à la fin de celle-ci. Certaines études montrent que la durée des chaleurs est 50% plus longue chez les races prolifiques que chez les non prolifiques.

Chez les ruminants, les cycles oestraux débutent au moment de la puberté et se poursuivent toute la vie. Il n'y a interruption des cycles oestraux que lors de la gestation, de la période postpartum, de l'anoestrus saisonnier ou d'anoestrus pathologiques (Baudet, 2017).

b. Le cycle ovarien

Au niveau ovarien, le cycle se divise en deux phases (Castonguay, 2018):

- La phase folliculaire : elle se termine par l'ovulation,

- La phase lutéale : qui se termine par la lutéolyse ou qui se poursuit par la gestation.

? La phase folliculaire

La phase folliculaire a une durée de 3 à 4 jours et correspond à la phase de croissance terminale du ou des follicules dominants destinés à ovuler. Durant cette période, les follicules sécrètent des oestrogènes qui sont responsables de l'apparition de l'oestrus. De plus, l'augmentation de la concentration en oestrogènes induit un pic d'hormone lutéinisante (LH) suivi 24 heures plus tard de l'ovulation.

? L'ovulation et phase lutéale

Après l'ovulation et sous l'action lutéotrope d'une hormone hypophysaire, la LH, le follicule qui vient d'ovuler devient un corps jaune qui est actif et sécrète de la progestérone pendant 14 jours. Débute alors la seconde phase du cycle : la phase lutéale. A la fin du cycle et en l'absence de fécondation, la sécrétion d'une hormone lutéolytique, la prostanglandine F2á (PGF2á), par la muqueuse utérine, entraîne la régression du corps jaune et donc l'arrêt de la sécrétion de progestérone. C'est la lutéolyse. On observe alors une reprise de l'activité ovarienne et le début d'un nouveau cycle.

2.1.2. Facteurs influençant la reproduction

La reproduction de la brebis est fortement influencée par son environnement et son stade physiologique.

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La saison

La majorité des races de moutons sont polyoestriennes avec une saison de reproduction qui s'étend de septembre à janvier pour l'hémisphère nord. Cette saisonnalité de la reproduction existe chez toutes les races ovines des pays tempérés ou froids. Le principal facteur extrinsèque qui module le comportement sexuel de ces reproducteurs saisonniers est la photopériode. La mélatonine serait en grande partie responsable de cette caractéristique de saisonnalité puisque la sécrétion qui est uniquement nocturne augmente durant les jours courts. Cette caractéristique permet ainsi d'après Gaillard à ces animaux de mettre bas à une époque favorable à l'élevage des jeunes (Hamadou et al., 2015).

b. L'alimentation

En production ovine, l'alimentation est généralement restreinte aux besoins de maintien après le sevrage pour des raisons économiques et il devient nécessaire d'améliorer la condition physique avant la saison de monte. Traditionnellement, un programme de suralimentation (flushing) consiste à augmenter l'apport en énergie pendant deux à quatre semaines avant et pendant la période de monte ce qui résulte en augmentation du pourcentage d'ovulation chez les brebis dont la condition corporelle est initialement normale ou déficitaire (Vaillancourt et Lefèvre, 2003).

c. Le stade physiologique

Au cours de la lactation, la brebis ne présente aucune manifestation oestrale, c'est l'anoestrus de lactation. La première chaleur post-partum est généralement plus tardive chez les brebis allaitantes que chez celles taries. En moyenne, on note une différence de 10 jours. De plus, la plupart des études montre que la lactation a un effet négatif plus important sur la reprise de l'activité sexuelle post-partum en contre-saison qu'en saison sexuelle (Castonguay, 2018).

Après la mise bas, l'ovaire est au repos sexuel. L'involution utérine est de 40 à 50 jours, donc il faut compter en moyenne un mois avant l'apparition des premières chaleurs (qui ne sont pas suivies d'une fécondation), c'est l'anoestrus de post-partum (Zebiri, 2007).

d. L'effet mâle

L'introduction d'un bélier dans un groupe de femelles déclenche un développement folliculaire qui résulte en une synchronie oestrale durant la période de transition. Cette approche permet de devancer de quatre à six semaines la période d'agnelage.

La vue, le contact et l'odeur du mâle sont essentiels pour obtenir cet effet qui résulte en une stimulation synchrone du développement folliculaire suite à un pic de LH dans les heures après son introduction. Chez la brebis, une ou deux vagues de follicules ovulatoires surviennent avant de manifester le premier oestrus. Suite à la première vague, les corps jaunes sont anormaux et se caractérisent par une faible montée de courte durée de la progestéronémie (5 à 7 jours). En d'autres termes, chez la brebis, les activités de monte (premier oestrus) apparaissent en deux épisodes soit entre 15 à 20 jours et 22 à 26 jours après l'introduction du bélier (Vaillancourt et Lefèvre, 2003).

2.2. Control hormonal du cycle oestral

La fonction de reproduction est un processus complexe qui requiert le déroulement du cycle sexuel selon un ordre chronologique bien précis. Ceci n'est possible que par une coordination entre des organes périphériques: gonades (les ovaires), et le système nerveux central sous l'effet de divers stimuli internes et externes. C'est l'axe hypothalamo-hypophyso-

gonadique, qui coordonne le comportement sexuel avec le déroulement de l'ovulation (Molitch, 1995) (Figure 2).

Diverses hormones interviennent dans l'endocrinologie de la reproduction via cet axe, ce sont: l'hormone hypothalamique gonadotropin-releasing hormone (GnRH), les hormones gonadotropes d'origine hypophysaire (FSH, LH et prolactine), les hormones ovariennes (oestradiol et progestérone), et les facteurs utérins (prostaglandine) (Hanzen, 2005).

Figure 2. L'axe hypothalamo-hypophyso-gonadique femelle (Kanis, 1994).

La GnRH, produite dans l'hypothalamus, stimule la production de LH et de FSH dans l'hypophyse. Ces dernières, via la circulation sanguine, agissent sur les ovaires pour stimuler la croissance des follicules et assurer la maturation des ovules pour les rendre aptes à la fécondation. Les plus gros follicules présents sur les ovaires produisent de l'oestradiol, une hormone qui provoquera un pic de sécrétion de la LH qui induira l'ovulation des follicules matures.

Après l'ovulation, les follicules ovulés se transforment en corps jaunes qui produisent alors de la progestérone, une hormone qui inhibe la sécrétion de la GnRH et donc qui empêche la venue en chaleurs et une autre ovulation. Cette action négative de la progestérone se fait en synergie avec l'oestradiol sécrété par les follicules ovariens.

Au moment de la lutéolyse, la concentration de progestérone baisse permettant une augmentation de la fréquence de sécrétion de LH (d'une pulsation chaque 3-4 h à une pulsation chaque 30 minutes) qui mènera à une augmentation de la concentration de LH dans le sang environ cinq fois supérieure à la sécrétion basale. L'augmentation soutenue de la concentration de LH, pour une période d'environ 48h, provoque un accroissement de la sécrétion d'oestradiol par les follicules ovariens en phase finale de croissance et de maturation.

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La concentration élevée d'oestradiol provoquera un pic de GnRH qui induira le pic préovulatoire de LH qui conduira à l'ovulation des follicules matures vers la fin de la période des chaleurs. S'il n'y a pas gestation vers 14 jours après la chaleur, l'utérus produira de la prostaglandine de type F2á (PGF2á) qui détruira les corps jaunes et provoquera le début d'un nouveau cycle (Castonguay, 2018) (Figure 3).

Figure 3. Diagramme représentatif des changements hormonaux durant le cycle oestral de la
brebis (Caldwell et al., 1972).

D'autres hormones comme l'inhibine, la folliculine, l'activine, et l'Insuline-like Growth Factor ont aussi une grande influence sur l'activité sexuelle et le déroulement du cycle oestral.

Chapitre II. Pathologies du tractus génital de la brebis

1. Pathologies du vagin 1.1. Vaginites

Les vaginites simples sont dues à l'action de germes saprophytes (streptocoques, colibacilles...). Elles résultent d'une manipulation non hygiénique lors de l'accouchement, d'examens vaginaux, de saillies ou d'inséminations artificielles. Les symptômes sont souvent locaux. L'exploration vaginale est douloureuse. La muqueuse est congestionnée et peut présenter, dans les cas les plus anciens, des granulations translucides correspondant à des amas lymphocytaires (Hanzen, 2016).

1.2. Kystes des conduits de Gartner

Les kystes des conduits de Gartner (vestiges des conduits mésonéphrotiques) doivent être distingués des kystes des glandes de Bartholin (glandes vestibulaires). Les premiers sont localisés sur le plancher vaginal, les seconds dans le vestibule vulvaire (Hanzen, 2016).

1.3. Prolapsus vaginal

Le prolapsus vaginal se rencontre chez diverses espèces animales. Il est particulièrement connu chez la vache et la brebis. Il se manifeste dans la deuxième moitié de la gestation et surtout dans les semaines et jours qui précèdent le part.

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Chez la brebis, le prolapsus vaginal survient au moment du part. Il est fréquemment conditionné par la non dilatation du col. Les efforts expulsifs sont incessants et ils finissent par libérer le vagin de ses attaches pelviennes. Dans cette espèce, l'accident est aussi fréquemment associé à certaines maladies de gestation telle la paraplégie ante-partum et la toxémie de gestation sans que soit connue la cause précise de cette relation (Dérivaux et Ectors, 1980).

1.4. Vaginisme

Le vaginisme désigne un état morbide caractérisé par une hyperesthésie souvent douloureuse de la vulve et du vagin. Elle entraîne une contracture réflexe et spasmodique du sphincter vulvaire gênant et empêchant la saillie. Elle résulte d'une pathologie vaginale ou peut parfois être d'origine idiopathique (Hanzen, 2016).

1.5. Pneumo et Urovagin

Le pneumovagin est une accumulation d'air dans le vagin résultant d'une déformation acquise de la vulve et du vagin due au relâchement des muscles et des ligaments. La vulve et le vagin se trouvent ainsi inclinés vers la cavité pelvienne et prennent une position de plus en plus horizontale. De plus, Le manque de tonicité des lèvres vulvaires primaire ou secondaire à des lésions résultant d'un accouchement dystocique entraîne leur manque de coaptation et l'entrée d'air dans le vagin.

L'urovagin suit généralement le pneumovagin car le vagin devient distendu et prend de plus en plus une orientation oblique de l'arrière vers l'avant et plonge dans la cavité abdominale. Il en résulte une accumulation d'urine dans la portion antérieure du vagin (Hanzen, 2016).

2. Pathologies de l'ovaire

2.1. Anomalies de développement 2.1.1. Agénésie ovarienne

L'agénésie de l'un ou des deux ovaires n'est observée que très rarement chez les mammifères domestiques et les ruminants. Des cas d'anomalies du développement rénal peuvent accompagner l'agénésie latérale ou bilatérale de l'ovaire (Donald, 1994).

Lors de l'agénésie bilatérale, les organes génitaux sont complètement absents. Dans les cas ou ils sont présents, ils sont alors très réduits dus à un développement incomplet. Cette anomalie de développement est très souvent d'origine génétique liée à un gène récessif en rapport avec le sexe femelle (Arthur et al., 1992).

2.1.2. Hypoplasie ovarienne

L'hypoplasie a été définie comme étant « un développement ovarien incomplet où l'ovaire affecté ou une partie de l'ovaire seulement ne porte aucun follicule » (Lagerlöf et Boyd, 1953). L'hypoplasie est habituellement bilatérale, mais elle varie considérablement dans sa symétrie et sa sévérité selon l'espèce et l'individu. Cette dernière est très souvent accompagnée de l'infantilisme, ce qui justifie la taille réduite de l'ensemble du tractus génital.

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2.2. Anomalies fonctionnelles 2.2.1. Kyste para ovarien

Parfois confondus avec de vrais kystes ovariens, le terme de kyste para ovarien est utilisé vaguement comme référence à une variété de structures kystiques localisées au voisinage de l'ovaire. De tels kystes peuvent provenir des reliquats des conduits mésonéphrotiques ou paramésonéphrotiques. Les kystes para ovariens sont de taille et de forme variable, sphérique ou ovale. Leur diamètre peut atteindre ou dépasser 10cm dans certains cas (Jubb et Palmer, 1993).

2.2.2. Kyste ovarien

Le kyste ovarien est depuis longtemps reconnu comme une cause majeure d'infertilité chez les ruminants. On le désigne sous différentes appellations : dégénérescence kystique ovarienne, follicule kystique ou kyste folliculaire. Divers facteurs sont impliqués dans l'apparition des kystes : l'âge, la saison, la production laitière, la génétique et d'autres plus spécifique comme la nutrition, le postpartum, les infections utérines ou le stress. Elles sont dues à des perturbations du cycle ovarien ou à un dysfonctionnement de l'axe hypothalamo-hypophyso-ovarien (Smith, 2002).

2.2.3. Oophorite

L'oophorite ou inflammation de l'ovaire est plutôt rare. Elle fait le plus souvent suite à une métrite. Plus rarement, la contamination à A. pyogenes est d'origine hématogène (Hanzen, 2016).

3. Pathologies de l'utérus

3.1. Anomalies congénitales

3.1.1. Atrésie, aplasie et hypoplasie utérines

Il s'agit d'un défaut de développement de l'utérus. Cette anomalie, bien qu'assez courante chez les bovins, est au contraire très rare chez l'espèce ovine. L'atrésie représente environ 20% des pathologies dépistées chez les agnelles (Smith, 1998).

L'aplasie totale est extrêmement rare à l'exception de certains cas de free martinisme et d'hermaphrodisme. La plupart des cas recensés, présentent l'aplasie d'un segment au niveau d'une seule corne ou bien plus rarement, les deux cornes en même temps (Einarsson et Gustafsson, 1970).

3.1.2. Utérus unicorne ou mono-corne

Cette pathologie se traduit par l'absence congénitale d'une corne de l'utérus. Souvent, une petite portion cornuelle est tout de même présente. Bien que cette anomalie provoque une réduction de la fertilité chez la femelle, elle n'empêche tout de même pas la gestation chez la vache et la brebis (Mc Entee, 1990).

Cette malformation congénitale est observée particulièrement chez l'espèce ovine. Gustafsson et Holmberg (1966) ont rapporté un cas d'utérus unicorne sur 502 utérus de brebis étudiés.

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3.1.3. Utérus didelphe

Anomalie congénitale d'origine génétique qui survient suite à la fusion incomplète de la partie postérieure des canaux de Müller au cours du développement foetale. Cette pathologie rare se manifeste par l'apparition d'un double vagin et d'un double col et chacun s'ouvre séparément de leur coté dans une corne utérine, « utérus didelphe » (Mc Entee, 1990 ; Buergelt, 1997).

4. Anomalies des trompes utérines 4.1. Hydrosalpinx

L'hydrosalpinx se défini par la présence de liquide séreux clair, enkysté dans la trompe utérine, laquelle apparait très distendue et dilatée. L'hydrosalpinx est souvent bilatéral. Il peut occuper la totalité de la surface de l'organe comme il peut se restreindre à une seule région bien délimitée. La paroi de la trompe apparait fine et transparente. Cette lésion peut apparaitre suite à une salpingite chronique, une malformation tubaire et divers troubles endocriniens ou autres facteurs encore mal connus (François, 2008 ; Palmieri et al., 2011).

4.2. Pyosalpinx

La lésion du pyosalpinx est moins commune que l'hydrosalpinx. Elle se présente sous forme d'une accumulation de pus assez importante dans l'oviducte, ce qui conduit à l'obstruction de la lumière de ce dernier. Cette affection peut être accompagnée par des adhérences entre le mésosalpinx et la paroi externe de l'oviducte (Jubb, 1985).

4.3. Salpingite

La salpingite est l'inflammation des cornes utérines. Généralement bilatérale, elle peut être aigue ou chronique, spécifique ou bien non spécifique (François, 2008 ; Palmieri et al., 2011). Le plus souvent, elle fait suite à une complication infectieuse du post partum, tout particulièrement l'endométrite. Les pathogènes associés à la salpingite chez les animaux d'élevage sont : Ureaplasma spp., Mycoplasma spp., Campylobacter spp., Tritrichomonas spp., et quelques autres bactéries (Buergelt, 1997). La salpingite n'apparait pas aussi fréquemment chez la brebis comme chez la vache (Emady et al., 1975).

5. Infections du corps de l'utérus

La métrite est l'inflammation de l'une des tuniques de l'utérus. L'endométrite est l'inflammation de l'endomètre. Quant au pyromètre, c'est l'accumulation de pus dans la cavité utérine.

La plupart des infections utérines démarrent au niveau de l'endomètre et sont associées à l'accouplement, la gestation, l'involution utérine en période du postpartum, mais également aux avortements (Arthur et Noakes, 1992 ; Mc Entee, 1990 ; Kiran et Erer, 1995).

5.1. Endométrite

L'endométrite représente la lésion la plus fréquente au niveau de l'utérus des brebis. Elle se présente soit sous forme aigue (métrite) soit sous forme chronique (séro-hémorragique ou suppurée).

L'endométrite aigue succède généralement aux inflammations cervico-vaginales, comme elle peut aussi être secondaire à un avortement ou une mise-bas (Arthur et Noakes, 1992 ; Mc Entee, 1990 ; Kiran et Erer, 1995).

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5.2. Pyomètre

Le pyomètre est défini comme une accumulation de pus dans la cavité utérine. Des écoulements vaginaux purulents intermittents peuvent êtres observés (Arthur, 1975).

Cette infection se produit soit suite à l'accouplement ou bien après la période de parturition. La plus part des cas de pyomètre post coitum enregistrés en élevage sont dus à Tritrichomonas fetus, tandis que le pyomètre du post partum est généralement causé par Actinomyces pyogenes (Corynebacterium pyogenes) (Olson et al., 1984 ; Mc Entee, 1990).

5.3. Pathologies de la gestation en relation avec la mort foetale

La mort foetale peut survenir durant différents stades de la gestation. Elle est dans la plupart du temps suivie d'une expulsion du foetus non viable. Cependant dans certains cas, le foetus n'est pas expulsé en dehors de la cavité utérine, ce qui conduit à l'apparition de pathologies telles que la momification ou la macération. Il peut se produire également une transformation emphysémateuse du foetus.

La momification consiste en la transformation aseptique du foetus. Les liquides allantoïdiens et amniotiques se résorbent. Le placenta se désengrène et s'accole au foetus. Les muscles se rétractent et on observe une lyse de la peau ainsi que la transformation du foetus en une masse brunâtre et gluante. Cette affection présente des étiologies multiples et encore peu étudiées (Hanzen, 2004).

La macération est quant à elle plus rare comparée à la momification. Elle est surtout observée chez l'espèce bovine. Elle est définie comme une digestion bactérienne du foetus et se caractérise pas l'imprégnation liquidienne lente des tissus ce qui conduit à leur ramollissement et dissolution (Jubb, 1985).

Totalement différent des deux affections précédentes, l'emphysème foetal est quant à lui définit comme étant une décomposition gazeuse du foetus, il se caractérise par un oedème sous-cutané généralisé et la boursouflure du foetus.

6. Anomalies du col de l'utérus

6.1. Cervicite

Cette affection se présente sous forme d'une inflammation infectieuse ou non du col de l'utérus. Elle peut être aigue ou bien chronique. Dans la plupart des cas, elle fait suite aux manipulations obstétricales lors de dystocies faites dans le non respect des mesures d'hygiène. La cervicite peut se compliquer en évoluant de façon ascendante pour provoquer des métrites plus au moins graves (Hanzen, 2009).

Matériel et méthodes

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MATERIEL & METHODES

1. Objectifs de l'étude

Cette étude porte sur le diagnostic en post mortem des pathologies de l'appareil génital chez la brebis. L'échantillon des matrices analysées a été collecté au niveau de l'abattoir des Eucalyptus, dans la wilaya d'Alger, durant une période de 3 mois, allant du 1^er avril au 30 juin 2021. Outre le diagnostic des pathologies, ce travail a également pour objectif le dénombrement et l'estimation de la fréquence des différentes affections. Ces dernières ont un impact direct sur le rendement des élevages en Algérie et induisent d'importantes pertes économiques chaque année.

En effet, ces pertes sont la conséquence de la réduction du rendement laitier et viandeux. Ce dernier est lié à l'allongement de l'intervalle vêlage-vêlage, à la reforme prématurée des femelles, à l'abattage des femelles gestantes du à un mauvais diagnostic de gestation voire carrément l'absence de l'examen de gestation en ante mortem dans certains abattoirs.

Néanmoins, il y a lieu de souligner qu'au niveau de l'abattoir des Eucalyptus, la majorité des cas de gestation rencontrés étaient en début de conception (moins de 2 mois) et nous pouvons considérer que ces animaux n'ont pu être diagnostiqués comme étant gestants en raison de la taille réduite du foetus. Ceci témoigne du sérieux des vétérinaires inspecteurs de cet abattoir dans leur travail et de leur compétence.

En prenant en compte toutes ces conditions, nous visons à travers notre enquête à :

· Déterminer les types d'anomalies existantes au niveau des appareils génitaux des brebis, ainsi que leur fréquence.

· Recenser les cas de brebis réformées en étant gestantes.

· Effectuer une étude microscopique et macroscopique de nos échantillons, et mettre en évidence les caractéristiques microscopiques des diverses lésions retrouvées au niveau de l'utérus et de l'ovaire.

2. Matériel

· Matrices de brebis collectées au niveau de l'abattoir des Eucalyptus,

· Pieds à coulis et mètre ruban : pour la mesure des mensurations anatomiques des matrices,

· Gants chirurgicaux : pour éviter toute contamination lors des manipulations,

· Une glacière : pour la conservation des matrices en bon état lors du transport de l'abattoir vers le laboratoire,

· La planche : pour s'en servir comme plan de travail pour le découpage des différents fragments dont nous avons besoin,

· La lame de bistouri : elle sert à inciser minutieusement les anneaux cervicaux, ovaires, et cornes utérines pour l'obtention de nos fragments d'échantillons,

· Les boites : pour conserver nos échantillons à l'abri de l'air,

· Du formol : qui est un liquide de conservation,

· Des blouses,

· La paraffine : milieu d'inclusion de l'échantillon,

· Lames et lamelles,

· Automate à déshydratation,

·

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Automate à inclusion : pour baigner le prélèvement dans de la paraffine,

· Barres de Leuckart : petits moules en métal pour la mise en bloc de la paraffine,

· Un Microtome : pour la confection des coupes histologiques,

· Un Microscope : pour l'observation après coloration,

· Les colorants : hématoxyline, éosine, hématéine,

· Alcools, toluène, eau distillée.

3. Méthodes

3.1. Population et lieu d'étude

Le choix de l'abattoir des Eucalyptus comme source pour nos prélèvements, a été motivé d'une part, par le grand nombre d'animaux abattus de manière journalière à son niveau, notamment les brebis, qui sont la population ciblée par notre étude, et d'autre part, par le nombre important de fonctionnaires et professionnels du domaine travaillant au sein de cet établissement, qui nous ont été d'une très grande aide dans nos recherches. Il faut noter également la proximité de cet abattoir par rapport à l'université des sciences et technologies de Bab Ezzouar (USTHB), ainsi qu'à l'école nationale supérieure vétérinaire (ENSV) au sein de laquelle se trouve le laboratoire d'histologie et anatomopathologie ou nous avons effectué notre pratique.

L'origine des cheptels d'où proviennent les femelles admises à l'abattoir pour divers motifs d'abattage était inconnue. C'est pour cela que nous n'avons pas pu recueillir les antécédents, commémoratifs et autres informations nécessaires à leur identification.

3.2. Examen macroscopique

Pour l'examen macroscopique en post mortem, nous avons procéder de manière systématique en commençant par une inspection visuelle des matrices complètes, suivie d'une palpation des différentes parties de l'appareil génital en allant du col utérin (cervix) et remontant progressivement vers le corps, les cornes, les oviductes et enfin les ovaires.

Étant donné la manière dont les matrices ont étés sectionnées au niveau du vagin par le personnel de l'abattoir, nous étions obligés de nous en tenir qu'au traitement des anomalies du tractus génital « interne » dans notre étude. Les tractus génitaux incomplets ont eux étés recalés.

Une fois gantés, et à l'aide d'un bistouri, nous avons commencé par effectuer une importante incision longitudinale en partant du vagin pour pouvoir examiner l'intérieur du cervix, du corps et enfin des cornes utérines. La muqueuse de l'utérus ainsi que les trompes sont alors examinées avec une grande attention. Les divers anomalies qu'on a pu rencontrer ont toutes étaient notées dans un registre, et des photos ont également été prises à l'aide d'un Smartphone.

a. Examen des utéri

L'examen macroscopique des utéri a consisté en une inspection et palpation, puis incision franche des corps, des cornes et cols utérins.

L'examen de ces divers segments utérins est effectué dans le but de détecter des anomalies telles que : l'endométrite, le pyromètre, la salpingite, l'utérus unicorne, l'utérus didelphe, l'atrophie de l'endomètre, l'hyperplasie, l'hydromètre, la métrite, ainsi que certains cas rares de tumeurs etc.

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Après l'examen macroscopique externe, vient l'examen interne des utéri. On procède à la dissection de l'appareil génital en utilisant un ciseau, on commence à découper graduellement à partir du vagin jusqu'au cornes utérines. Une fois l'intérieur du tractus génital visible, nous procédons à l'examen soigneux de la muqueuse utérine et on prend note de toute lésion inflammatoire visible comme l'oedème, la congestion ou bien la présence de foyers hémorragiques. Il est tout aussi important de rechercher la présence d'exsudats et infiltrats inflammatoires et identifier leur nature (séreuse, muqueuse, séro-muqueux, fibrineuse, purulente, ou bien hémorragique).

b. Examen des oviductes

Pour ce segment du tractus génital, nous nous sommes tenues à effectuer uniquement une inspection et palpation étant donné la taille très réduite des oviductes, leur consistance très fine et leur diamètre assez réduit.

L'oviducte tiens un rôle très important dans la fonction de reproduction. C'est pourquoi nous avons prêté une attention particulière à la forme de l'oviducte et à la coaptation de l'infundibulum à l'ovaire. L'examen à ce niveau consiste en la recherche de signes d'adhérences, d'éventuels foyers obstructions, toute modification de l'aspect, du volume, de la taille, ainsi que la nature du contenu renfermé à l'intérieur des oviductes si présent.

Le but de cet examen était de détecter éventuellement certaines lésions communes au niveau de l'oviducte telles que : l'hydrosalpinx, le pyosalpinx, la salpingite, l'aplasie des oviductes, l'obstruction/occlusion, les oviductes accessoires, et plus rarement les tumeurs de l'oviducte.

c. Examen des ovaires

L'examen des ovaires par inspection et palpation est automatiquement suivi d'une incision longitudinale à l'aide d'un bistouri. L'incision permet d'extérioriser le contenu de l'ovaire et éventuellement les follicules kystiques ou les corps jaune. Elle permet également d'apprécier la taille des follicules ovariens, d'identifier approximativement le stade de développement et d'apprécier le niveau d'adhérence des structures ovariennes au parenchyme ovigère.

Les anomalies les plus recherchées au niveau de l'ovaire sont : l'hypoplasie et l'aplasie ovarienne, les kystes ovariens et para ovariens, les ovarites, mais aussi les tumeurs ovariennes.

3.3. Examen microscopique

Sur 269 matrices de brebis récoltées, des prélèvements ont été effectués sur les corps utérins, les ovaires et les salpinx des matrices lésées mais également sur quelques matrices saines. L'étude histologique de nos échantillons a été réalisée au niveau du laboratoire d'anatomopathologie de l'école nationale supérieure vétérinaire (ENSV).

a. Mode de prélèvement

Au niveau de l'ovaire et de l'utérus, des fragments de 1cm de long sur 1cm de large, et d'environ 0,5cm d'épaisseur ont été découpés à l'aide d'un bistouri. Tout en prenant soin d'inclurent les différentes couches des parois ovariennes et utérines pour obtenir la meilleure coupe possible et avoir un bon résultat pour l'observation microscopique.

b. Techniques histologiques

Afin d'effectuer l'observation microscopique indispensable à notre étude, il est nécessaire de monter une lame histologique de bonne qualité et observable au microscope sans

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difficultés. Ceci n'est possible que par la bonne exécution de « la technique histologique classique » qui permet le traitement adéquat des échantillons en préservant les divers fragments des parois ovariennes et utérines prélevées.

La technique d'histologie classique consiste, d'une manière générale, en la fixation de l'échantillon, son inclusion à la paraffine, la réalisation de fines coupes et la coloration.

? Le prélèvement

Notre prélèvement doit avoir été préalablement fait de manière propre et délicate afin de ne pas causer la désorganisation tissulaire des différentes couches histologiques.

? La fixation

Cette étape est très importante. Elle a pour but la conservation des structures tissulaires dans un état aussi proche que possible de l'état in vivo, et ce par l'inhibition de toutes activités mitotiques et enzymatiques ainsi que les attaques bactériennes qui peuvent mener très rapidement vers une dégradation cellulaire et dénaturation de l'échantillon.

Les fixateurs les plus utilisés en pratique sont le Formol et le liquide de Bouin. On immerge notre prélèvement dans un grand volume de formol 10%. La durée de fixation varie selon le volume du prélèvement (Figure A2a).

? La déshydratation et l'éclaircissement

On prépare d'abord une pièce d'échantillon en coupant délicatement notre fragment préalablement fixé de façon à obtenir une couche de 2 mm d'épaisseur environ. On place cette couche préparée dans une cassette en plastique numérotée au crayon noir pour identifier le prélèvement.

La déshydratation se déroule par l'immersion de nos cassettes dans une série de bains d'alcool à concentrations croissantes (de l'alcool dilué à 50° jusqu'à l'alcool absolu à 100°) (Figure A2b).

L'éclaircissement ou bien l'imprégnation consiste à éliminer les traces d'alcool absolu par immersion des cassettes dans un bain de toluène (Figure A2b). Ces deux étapes ont pour but de préparer notre échantillon à son inclusion dans la paraffine en chassant l'eau intra cellulaire étant donné que la paraffine est hydrophobe. Ces étapes durent 24 heures.

? L'inclusion à la paraffine ou l'enrobage

Le prélèvement va baigner dans de la paraffine (résine blanche opaque) fondue, chauffée à 56° dans une étuve pendant 4 heures. La paraffine va alors infiltrer toutes les cellules de notre échantillon (Figure A2c). Cette étape est réalisée au niveau d'un automate de paraffine, aussi appelé appareil d'enrobage de paraffine.

? La mise en blocs

Après 4 heures d'inclusion, la paraffine liquide est coulée dans un petit moule en métal appelé « barres de Leuckart ». On y place notre échantillon et après toute une nuit de refroidissement au congélateur, on obtient enfin « un bloc de paraffine » dur avec le prélèvement à l'intérieur, prêt à être utilisé (Figures A2d et A2e).

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> Confection des coupes histologiques ou microtomie

Cette étape consiste en le passage du bloc de paraffine contenant la pièce histologique dans un microtome, afin d'obtenir des coupes fines de 2 à 5 ìm qui seront disposées en une série régulière sous forme de ruban.

Pour la réalisation des coupes nous avons utilisés un microtome de type « Leica », constitué :

- D'un porte-objet, support du bloc en paraffine fixé par la pince à objet,

- D'un bouton de réglage pour définir l'épaisseur des coupes,

- D'un rasoir soutenu par le porte-rasoir qui est maintenu par des vis de serrage qui ont

comme rôle le réglage de l'angle d'inclinaison du rasoir, en tenant compte du biseau,

- D'une roue motrice actionnable par une manivelle.

Une fois cette étape de microtomie terminée, la préparation des lames histologiques comporte alors 3 étapes :

· L'étalement : après avoir numéroté la lame, on procède à l'étalement de segments de ruban de paraffine sur des lames en verre, contenant un liquide d'étalement tel que « l'eau albumineuse » (Figure A2f).

· Le collage : les lames en verre sont alors placées sur une plaque chauffante réglée à 40°C et y reste pendant 15 minutes (Figure A2g).

· Le séchage : consiste à faire incliner les lames en verre, et les sécher au papier buvard.

> Le déparaffinage

Cette étape consiste à éliminer la paraffine, c'est-à-dire le milieu d'inclusion, en plaçant les lames sur une plaque chauffante de 45° à 60°C pendant 15 minutes, afin d'éliminer la paraffine périphérique.

> La réhydratation

A pour but l'élimination de la paraffine intracellulaire, en immergeant les lames dans une série de bains d'alcool à concentrations décroissantes, en partant d'un alcool à 100° jusqu'à l'alcool à 50°, puis on finit par un dernier lavage à l'eau distillée.

> La coloration des lames

Une fois notre lame déparaffinée et réhydratée, elle est prête pour l'étape de la coloration proprement dite.

Cette étape a pour but de mettre en évidence les différents constituants tissulaires (noyau, membrane plasmique, cytoplasme) et ce, en accentuant les contrastes entre ces divers éléments, ce qui permettra une parfaite observation au microscope optique.

Pour notre étude nous avons opté pour une coloration à l'Hémalun Éosine (HE) qui a pour principe de colorer le noyau cellulaire par une laque aluminique basique, l'Hémalun (en violet foncé) et le cytoplasme par un seul colorant acide, l'Éosine (en rose pâle) (mode opératoire en Annexe 1 et figure A3).

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? Le montage des lames et l'observation microscopique

Le montage consiste à mettre par-dessus la coupe étalée sur une lame une autre lamelle et les coller l'une à l'autre à l'aide d'une résine synthétique spéciale de type « Eukit ». La lame histologique est enfin prête pour l'observation au microscope optique.

Les éléments histologiques recherchés lors de l'observation microscopique

Les éléments auxquels nous nous intéressons lors de l'examen histologique sont :

? Dans l'ovaire : les parois des follicules ovariens et corps jaunes. On prête une

attention particulière lors de cas de kystes ovariens à :

? La granulosa : si elle est bien présente ou absente, et le nombre de ses couches

cellulaires.

? La thèque interne : la forme et le type de ses cellules et sa disposition par rapport à la

lame basale.

? La lame basale : présente ou absente

? Dans l'utérus :

- L'aspect de l'épithélium de surface.

- L'aspect glandulaire.

- La présence de possibles changements vasculaires au niveau du stroma utérin.

3.4. Analyse statistique

Les données ont été présentées en pourcentage et l'analyse a été réalisée à l'aide de STATISTICA (Version 10, Stat Soft France, 2003). Les différences dans les pourcentages des différentes pathologies ont été évaluées par le test du Chi deux. Le niveau de signification a été fixé à P<0,05.

Résultats

& Discussion

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RÉSULTATS

1. Étude macroscopique

D'après la figure 4, nous constatons que sur les 269 tractus génitaux examinées, 26 matrices étaient gravides soit (9,67%), et 243 (90,33%) non gravides.

Sur ces derniers, 209 (86%) tractus n'ont présenté aucune anomalie visible après examen, que ce soit au niveau des ovaires, des oviductes ou bien des utéri.

Sur le reste des 34 matrices soit (14%), nous avons pu noter différents types de lésions que nous décrierons ci-dessous.

Ovaires
polykystique

1 cas (2,94%)

Pathologies ovariennes

(2,94%)

Normaux

209 (86%)

Free martinisme 1 cas (2,94%)

Pathologies
congénitales

(8,82%)

utérus unicorne
1 cas (2,94%)

Malformation cervicale

1 cas (2,94%)

Non gestants

243 (90,33%)

Appareils génitaux

269

Pathologiques

34 (14%)

Pathologies des oviductes

(11,76%)

Salpingite

3 cas (8.82%)

Kyste para ovarien

1 cas (2,92%)

Gestants

26 (9,67%)

Rupture utérine 4 cas (11,77%)

infections
utérines

19 cas (55,88%)

Pathologies de l'utérus:

(76,47%)

Prolapsus

2 cas (5,88%)

Cervicite

1 cas (2,94%)

Figure 4. Résultats de l'étude macroscopique des tractus génitaux de brebis en post-mortem.

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Figure 5. Deux matrices gravides (Aspects interne et externe) (Photos personnelles).

Figure 6. Deux cas de gestation gémellaire à différents stades de développement (Photos personnelles).

Figure 7. Utérus normal Figure 8. Utérus normal Figure 9. Utérus

non gravide (Photo avec présence de avec un cervix

personnelle). follicules sur l'ovaire normal (Photo

(Photo personnelle). personnelle).

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1.1. Anomalies relevées sur l'utérus

Les lésions macroscopiques que nous avons pu rencontrer sur l'utérus sont essentiellement des lésions de la muqueuse utérine en cas d'infections (congestion, nécrose, présence d'adhérences avec des sécrétions anormales dans la cavité utérine) (Figure 10), une déchirure de la paroi utérine avec des traces d'adhérences et du tissu cicatriciel, des cas de malformations : utérus unicorne, utérus atrophié dans un cas de free martinisme, un prolapsus (Figure 12) et une malformation cervicale. Nous avons également noté trois cas de salpingite (Figure 13) ainsi qu'une cervicite (Figure 11). Il est important de noter que certaines de ces lésions peuvent êtres présentes sur une même matrice à la fois.

Les fréquences avec lesquelles ces lésions ont été isolées sur les matrices examinées sont regroupées dans le tableau 2:

Tableau 2. Nombre et fréquences d'utéri présentant les différentes lésions macroscopiques.

Lésions		Nombre	%
Infections utérines		19	76,47
Rupture utérine		4
Prolapsus		2
Cervicite		1
Anomalies congénitales	Utérus unicorne	1	8,82
	Malformation cervicale	1
	Free martinisme (utérus atrophié)	1

Le tableau 2 montre que les lésions utérines ont été relevées avec une fréquence assez élevée (76,47%) tandis que les anomalies congénitales présentent une fréquence bien plus basse (8,82%) (P<0.0001). Les infections utérines représentent les pathologies les plus fréquentes au niveau de l'utérus avec un taux de 55,88% (19 cas), suivies par la rupture utérine avec 11,77% (4 cas), le prolapsus avec un taux de 5,88% (2 cas) et enfin la cervicite avec le taux le plus bas qui est de 2,94% (1 cas).

Les anomalies congénitales ont été relevées avec un taux de 8,82%. Elles sont réparties avec un même taux de 2,94% sur : 1 cas d'utérus unicorne, 1 cas de malformation cervicale et 1 cas de Free Martinisme.

22

Figure 10. Aspect macroscopique d'une infection utérine (Photos Figure 11. Cervicite (Photo

personnelles). personnelle).

Figure 12. Prolapsus utérin (Photo personnelle). 1.2. Anomalies relevées sur les oviductes

Dans le tableau suivant, on a noté les différentes lésions observées sur les oviductes examinés :

Tableau 3. Nombre et fréquences des lésions observées sur les oviductes.

Lésion	Nombre*	Pourcentage
Salpingite	3	8.82%
Kyste para-ovarien (Kyste de l'oviducte)	1	2,92%

(*) Plus d'une lésion ont pu êtres relevées sur un même oviducte.

La salpingite a été relevée avec un taux plus élevé (8.82%) par rapport au kyste para ovarien, lequel a un taux de (2,92%) (P<0.05).

Figure 13. Salpingites (Photos personnelles).

23

Figure 14. Kyste para-ovarien (Photo personnelle). 1.3. Anomalies relevées sur les ovaires

L'examen méticuleux des ovaires des 269 appareils génitaux de notre étude a révélé la présence d'un seul cas d'ovaire kystique avec un taux de (2,94%), d'un diamètre dépassant 17mm.

Figure 15. Ovaire portant un corps jaune et des follicules (Photos personnelles).

2. Étude microscopique

Dans notre étude, nous avons effectué l'examen histologique au microscope optique des lames obtenues après préparation des échantillons. Après examen, nous avons pu reconnaitre les structures normales des parenchymes des différentes parties constituant la matrice (ovaires, oviductes, utérus et cervix). Comme nous avons également pu observer certaines structures pathologiques de ces tissus et les comparer avec les tissus sains.

24

2.1. Observation microscopique des utéri

VS

Cell. Inflam.

Glandes

Glandes détruites

Vaisseau

Vaisseaux

dégénérées

Glandes

Glandes dégénérées

d

c

e

a

Épithélium

abrasé

Infiltration par le pus

Muqueuse détruite

b

f

Coupe de l'utérus montrant : (a) Muqueuses utérines normales (G×400), (b) destruction complète de la muqueuse utérine (c) Infection utérine avec dégénérescence des glandes et vascularite (G×400), (d) infection utérine avec un épithélium de surface abrasé par endroits, infiltré de cellules inflammatoires avec une coloration jaune par endroits indiquant une infiltration par le pus (G×100), (e) infection utérine chronique avec destruction des glandes (G×400), (f) infection utérine chronique avec une destruction massive de la muqueuse utérine et les glandes presque non reconnaissables (G×400).

Figure 16. Coupes d'utéri montrant différents aspects d'infections utérines
(photos personnelles).

25

Une muqueuse utérine saine (Figure 16a) ne montre aucun signe d'inflammation (présence de cellules inflammatoires, fibrose, congestion). Les glandes et les vaisseaux sanguins sont bien délimités et bien visibles avec une lumière claire. Lors d'une infection utérine (Figures 16b, 16c, 16d, 16e et 16f) et en fonction du stade de l'infection, la muqueuse utérine est envahie par les cellules inflammatoires qui entourent les glandes. Ces dernières, commencent à dégénérer et finissent par ne plus être visibles à des stades très avancés de l'infection (stades chroniques). Au stade chronique de l'inflammation, on décèle également des traces de fibrose. L'épithélium de surface apparait abrasé dans quelques zones et semble coloré en jaune par endroits, ce qui est un signe d'une infiltration par le pus (Figure 16d).

2.2. Observation microscopique des ovaires

Thèque Interne

Thèque externe

Lame basale

Liquide folliculaire

Granulosa

a

Granulosa dégénérée

Granulosa

folliculaire

Liquide folliculaire

Liquide

Thèque interne

d

b c

Coupes d'ovaires montrant : (a) (G×100), (b) (G×400) des parties de follicules ovariens normaux avec des couches multiples de la granulosa, (c) corps jaune normal avec les grandes et les petites cellules lutéales entremêlées et d'aspect compact (G×400), (d) kyste ovarien folliculaire.

Figure 17. Coupe d'ovaires montrant la structure normale du follicule et du corps jaune

ainsi que celle d'un kyste ovarien (Photo personnelles).

Sur les figure 17a et 17b, nous pouvons observer deux coupes de follicules ovariens normaux contenant du liquide folliculaire et présentant une granulosa compacte en plusieurs couches séparées de la thèque interne par une lame basale, ainsi qu'une thèque externe vers la périphérie du follicule.

En revanche sur la figure 17d, à la différence du follicule normal, le kyste ovarien folliculaire est un follicule qui n'a pas ovulé et qui présente une disparition graduelle des couches de la granulosa à des stades avancés. La lame basale disparait progressivement et les cellules de la granulosa se mêlent aux cellules de la thèque interne. Ces dernières sont gonflées, et perdent leur arrangement caractéristique parallèle à la lame basale.

26

Sur la figure 17c, on peut observer la coupe d'un corps jaune normal présentant des grandes et des petites cellules lutéales entremêlées et serrées les unes aux autres.

2.3. Observation microscopique du cervix

a b c

Épithélium

absent

Cell.

Inflam.

Coupes de cervix atteints d'une cervicite : (a) cervicite (G×40), (b),(c) cervicite avec présence de cellules inflammatoires, absence d'épithélium de surface et absence de glandes (G×400).

Figure 18. Coupe de cervix atteints de cervicite (Photos personnelles).

Les figures 18a, 18b et 18c présentent des coupes au niveau du col de l'utérus. On constate que ces cols sont atteints d'une cervicite en raison d'une forte infiltration de la muqueuse par les cellules inflammatoires (cellules en violet foncé), l'épithélium de surface est quasi absent et les glandes sont dégénérées.

2.4. Observation microscopique des oviductes

Replis de la muqueuse

Épithélium + villosités

a

b

Les replis de la muqueuse sont conservés Destruction complète des replis

Figure 19. Coupe au niveau d'un oviducte normal (19a) et pathologique (19b) (Photos

personnelles).

La figure 19a montre l'aspect microscopique d'un oviducte normal et la figure 19b celui d'un oviducte pathologique.

27

DISCUSSION

L'objectif de l'étude macroscopique effectuée sur les matrices de brebis récupérées au niveau de l'abattoir des Eucalyptus à Alger est la mise en évidence d'anomalies macroscopiques de l'appareil génital qui pourrait être à l'origine de l'infertilité chez la brebis. Après cette étude, nous avons pu mettre en évidence la fréquence des anomalies macroscopiques dans les matrices des brebis abattues au niveau de cet abattoir ainsi que la fréquence des femelles gestantes et ce sur une durée limitée de 3 mois.

Sur 269 matrices examinées, 26 étaient gravides soit 9.67%. Les foetus étaient tous âgés de moins de 2 mois. Ceci ne peut être attribué à un manque de sérieux des vétérinaires de l'abattoir des Eucalyptus mais plutôt à la difficulté en terme de temps et de matériel de poser un diagnostic de gestation dans un abattoir lorsque la brebis est en début de gestation.

La majeure partie des matrices examinées étaient d'apparence normale. Toutefois, une fréquence de 14% d'anomalie a été observée que ce soit sur l'utérus, l'oviducte ou les ovaires. Cette fréquence est plus faible par rapport à celle rapportée par Niar (2005) chez la race Rembi qui est 25%. Elle est également faible par rapport à celle rapportée par Khammar et al. (2013) chez la race El Awrassi qui est de 22.86% et très faible à celle rapportée par Moghaddam et Gooraninejad (2007) qui a atteint un taux de 92%. La fréquence basse d'anomalies que nous avons relevées pourrait être due soit à la taille réduite de notre échantillon soit à une amélioration des conditions d'élevage dans les fermes.

La fréquence des anomalies congénitales est de 8.82%. Trois cas seulement de malformation ont été rencontrés à savoir :

? 1 cas d'utérus unicorne

? 1 cas de free martinisme

? 1 cas de malformation cervicale

Pour le free martinisme, il est fréquemment décrit chez les bovins. En revanche, il est considéré comme rare chez les ovins, la fréquence habituellement indiquée est de l'ordre de 1% (Marcum, 1974). Dans notre étude, sa fréquence est de 2.94%.

Dans notre étude, les pathologies utérines ont été observées avec une proportion assez forte de 76,47%. Cette proportion est bien plus élevée comparée à celle rapportée par Moghaddam et Gooraninejad (2007) qui est de 20,1%, et elle très proche de celle rapportée par Abdul et al. (2007) qui est de 70%.

En ce basant sur l'existence de divers signes d'inflammation au niveau des utéri comme la congestion, la présence d'un contenu anormal au niveau des cornes utérines, la présence de taches hémorragiques ou toute autre coloration anormale, nous avons pu mettre en place un diagnostic d'infections utérines assez fiable mais sans différencier entre endométrite et métrite.

L'infection utérine a été notée dans cette étude sur 19 tractus, soit un taux de 55,88%. Histologiquement, les muqueuses utérines étaient à différents stades de l'inflammation : certaines matrices n'étaient qu'au début de l'inflammation avec une muqueuse envahie par les cellules inflammatoires, des glandes en début de dégénérescence. On a également noté des traces d'infiltration par le pus. D'autres utéri présentaient des muqueuses complètement détruites, à un stade chronique de l'inflammation, où les glandes sont à peine reconnaissables

28

au microscope avec des traces de fibrose. Ces résultats sont souvent la conséquence d'une mauvaise hygiène durant la parturition et le post-partum.

Quatre (04) cas de rupture utérine ont également été observés avec un taux de 11,77%, deux (2) prolapsus utérins avec un taux de 5,88% et enfin, un (01) cas de cervicite (2,94%). Dans certains cas, ces pathologies en été rencontrées en concomitance avec l'infection utérine. Ceci s'explique par le fait que les agents infectieux du vagin peuvent passer dans le cervix et l'utérus et provoquer une cervicite et une endométrite.

L'examen minutieux des ovaires des 269 appareils génitaux des brebis faisant l'objet de notre étude a révélé la présence d'un seul cas de kyste ovarien. Ce dernier est parmi les lésions les plus faiblement notées dans notre travail avec une fréquence de 2,94%, un taux quasi similaire à celui signalé par Alostra et al. (1998), Smith et al. (1999) et Dawood et al. (2010) qui est de 0,19 à 2% ainsi que celui de Moghaddam et Gooraninejad (2007) qui est de 0,01 à 2,4%. Gustafsson et Holmberg (1966) ont, quant à eux, rapporté une fréquence de 0,6% de kystes ovariens suite à l'examen post-mortem de 502 organes génitaux de l'espèce ovine.

On constate donc une cohérence entre les résultats signalés dans notre travail et les résultats des études effectués auparavant retrouvés dans la bibliographie. Toutefois, on peut justifier la subtile divergence qui a pu être notée à divers facteurs épidémiologiques qui diffèrent d'une région à une autre, le nombre d'animaux constituant la population étudiée (importance de l'échantillon) ainsi que le moment de la réalisation de l'étude et les critères de diagnostic variables choisis par les différents auteurs.

Par contre, si l'on compare la fréquence de notre étude effectuée sur l'espèce ovine par rapport à celle notée chez l'espèce bovine, on trouvera que la fréquence des anomalies du tractus génital en général chez les bovins est bien plus élevée avec un taux de 60,20% (Mimoune, 2016).

Idem pour la fréquence plus particulièrement des anomalies ovariennes chez l'espèce bovine, qui est tout aussi élevée avec une fréquence de 18,2% (Mimoune, 2016) par rapport à celle de la brebis avec une fréquence de 10%.

On constate donc que la pathologie du kyste ovarien est caractéristique de l'espèce bovine, et plus rarement rencontrée chez la brebis.

L'observation microscopique des coupes d'ovaire nous a permis de voir la structure normale du follicule ovarien et celle du corps jaune et de les différentier d'un kyste ovarien. En effet, le kyste ovarien chez la brebis se définie comme toute structure folliculaire anovulatoire dépassant 17mm de diamètre, persistant sur l'ovaire au moins 10 jours en absence d'une structure lutéale. Il est caractérisé par une disparition graduelle des cellules de la granulosa, sachant que les cellules restantes préservent leur apparence morphologique. Les cellules thécales sont hypertrophiées, perdant leur arrangement caractéristique parallèle à la lame basale (Mimoune, 2016). A travers l'examen histologique, nous avons pu connaitre le type qui est folliculaire.

La fréquence des anomalies de l'oviducte est de 11.76%. Trois cas de salpingite ont été rencontrés soit 8.82% des anomalies. Il est relativement élevé par rapport au taux de salpingites annoncé par Benchaïb (2007) qui est de 0.41% chez la brebis. Ces cas sont généralement associés avec des endométrites ce qui peut témoigner de l'infection ascendante de l'oviducte.

29

Un cas de kyste para ovarien a également été repéré au niveau de l'oviducte avec un taux de 2.92%.

Les kystes para ovariens sont des structures kystiques qui se produisent au niveau du ligament large près des ovaires et de l'utérus. Ces kystes peuvent causer par compression, une sténose de la lumière de l'oviducte quand ils sont très larges (Mimoune, 2016).

Conclusion

30

CONCLUSION

Notre étude a porté sur la recherche des anomalies génitales les plus fréquentes qui causent des problèmes d'infertilité chez la brebis.

Au terme de cette étude, les résultats obtenus par l'examen macroscopique des tractus génitaux après abattage ont permis de révéler sur 269 cas examinés :

- Une faible fréquence de matrices gestantes (9.67%).

- Une fréquence très élevée de matrices normales (86%). - Une faible fréquence d'anomalies génitales (14%).

Parmi les matrices présentant des anomalies, on a une fréquence de 76.47% d'affections utérines, une fréquence de 2.94% d'affections ovariennes.

Le faible taux d'anomalies recensées dans cette étude prouve que ce n'est pas la cause primordiale d'infertilité chez la brebis. Cependant, la fertilité de cette espèce dépend bien de plusieurs facteurs qu'il convient de maitriser, citons : l'importance de la pathologie, la conduite d'élevage, la maitrise du cycle de la femelle et la technicité.

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35

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1. Les différentes dimensions de l'ovaire chez la brebis 2

Tableau 2. Nombre et fréquences d'utéri présentant les différentes lésions macroscopiques 21

Tableau 3. Nombre et fréquences des lésions observées sur les oviductes 22

36

LISTE DES FIGURES

Figure 1. Système reproducteur de la brebis .. 4

Figure 2. L'axe hypothalamo-hypophyso-gonadique femelle 7

Figure 3. Diagramme représentatif des changements hormonaux durant le cycle oestral

de la brebis .. 8

Figure 4. Résultats de l'étude macroscopique des tractus génitaux de brebis en post-

mortem 19

Figure 5. Deux matrices gravides (Aspects interne et externe) .. 20

Figure 6. Deux cas de gestation gémellaire à différents stades de développement 20

Figure 7. Utérus normal non gravide . 20

Figure 8. Utérus normal avec présence de follicules sur l'ovaire .. 20

Figure 9. Utérus avec un cervix normal . 20

Figure 10. Aspect macroscopique d'une infection utérine . 22

Figure 11. Cervicite 22

Figure 12. Prolapsus utérin . 22

Figure 13. Salpingites . 23

Figure 14. Kyste para-ovarien 23

Figure 15. Ovaire portant un corps jaune et des follicules . 23

Figure 16. Coupes d'utéri montrant différents aspects d'infections utérines . 24

Figure 17. Coupe d'ovaires montrant la structure normale du follicule et du corps jaune

ainsi que celle d'un kyste ovarien. 25

Figure 18. Coupe de cervix atteints de cervicite 26

Figure 19. Coupe au niveau d'un oviducte normal (19a) et pathologique (19b) 26

Figure A2. Photos personnelles représentant les étapes de préparation des coupes

histologiques . 38

Figure A3. Photos personnelles représentant les étapes de la coloration des lames .. 39

Annexes

37

Annexe 1

Mode opératoire de la coloration des lames

Les réactifs utilisés sont :

- Hématoxyline de Harris, - Éosine à 1.5% ED

Mode opératoire :

Déparaffiner (Figure 12)

- 5 min Toluène - 7 min Toluène

Hydrater (Figure 12)

- Alcool 100° ? 60s avec agitation

- Alcool 90° ? 60s avec agitation

- Alcool 70° ? 60s avec agitation

- ED ? 3min (passage dans plusieurs bains)

Coloration (Figure 13 et 14)

- Hématine ? 1 min 25s

- Laver pendant 3 min à l'eau courante

- Colorer 7 min à l'éosine

- Rinçage rapide à l'ED ? 20s

Déshydrater (Figure 15 et 16)

- Alcool 70° ? 30s avec agitation

- Alcool 90° ? 30s avec agitation

- Alcool 100° ? 1 min avec agitation

- Éclaircir : 2 bains × 5 min xylène (ou toluène)

Monter (Figure 17)

- Résine (Eukitt)

38

Annexe 2

a b

Préparation des prélèvements. Étape de déshydratation (bains d'alcool).

c d e

Étuve où s'effectue Appareil de mise en blocs. Appareil de refroidissement

l'enrobage à la paraffine des blocs de paraffine.
des échantillons.

f

g

Bain marie pour l'étalement Séchage des lames.

des rubans de paraffine.

Figure A2. Photos personnelles représentant les étapes de préparation des coupes

histologiques.

39

Annexe 3

a b

c

Lames de sortie de l'étuve avant coloration.

Bains de déparaffinage (toluène) et réhydratation (Alcool à concentration décroissante)

Coloration à l'Hématine et rinçage du colorant

d e

Coloration à l'Éosine et rinçage rapide. Bains d'alcool à concentration croissante.

f

g

2 passages dans des bains de toluène. Montage des lames avec la résine « Eukitt ».

Figure A3. Photos personnelles représentant les étapes de la coloration des lames.

ABSTRACT

This study focuses on the post-mortem diagnosis of pathologies of the genital tract in ewes. The sample of the analyzed matrices was collected at the Eucalyptus slaughterhouse, in the wilaya of Algiers, during a period of 3 months, from April 1 to June 30, 2021. In addition to the diagnosis of pathologies, this work has also for objective the enumeration and the estimation of the frequency of the various affections.

To this end, we have adopted a methodology which revolves around a macroscopic diagnosis of the matrices and a microscopic diagnosis on histological sections.

Macroscopic diagnosis revealed that out of a total of 269 matrices examined, 34 (14%) presented pathological lesions on different parts of the female genital tract. Pathologies of the uterus were the most frequent with a rate of 76.47%, followed by pathologies of the oviduct (11.76%), then congenital pathologies which recorded a rate of 8.82% and finally, pathologies of the ovary with a rate of 2.94%.

In addition, microscopic observation made it possible to confirm these pathologies suspected during visual examination and to describe the lesions on a microscopic scale.

Finally, the results collected demonstrated a strong correlation between the pathologies encountered in post-mortem and the impact on female reproduction.

Keywords: female genitalia, pathologies, sheep, post-mortem, microscopy, macroscopy.

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