Un tel travail scientifique ne peut se réaliser sans le concours de beaucoup de personnes qui de près ou de loin ont contribué à sa conception, sa rédaction et sa correction. Nous tenons donc à leur exprimer toute notre gratitude.

De prime abord, nous sommes très reconnaissantau Docteur Léopold MULUMBA-MFUMU KAZADI, Administrateur du Laboratoire Vétérinaire Central de Kinshasa, visiteur à la Faculté de Médecine Vétérinaire de l'Université Pédagogique Nationale. Son encadrement scientifique et technique dans son laboratoire nous a permis de nous impliqué dans les manipulations ; lesquelles ont permis de réunir les données nécessaires de nos recherches.

Nos sincères remerciements s'adressentau Professeur AlexandreMBAYA NTUMBULA, promoteur de ce mémoire. Sa disponibilité, ses conseils et ses remarques nous ont été d'une grande contribution pour l'aboutissement de cette oeuvre.

Nous serons plus qu'ingrat de taire le nom du défunt Professeur KAZADI LONGESHA, ancien Coordonnateur du Bureau Doctoral pour ses encouragements à poursuivre nos études approfondies, c'est-à-dire il n'a cessé de nous inviter à être très actif et à matérialiser notre rêve. Ce mémoire est le fruit de ses conseils.

Nos pensées de profonde gratitude vont à tous les Professeurs de l'Université Pédagogique Nationale qui ont animé les différents séminaires et forums relatifs à notre formation.

Nous remercions également Docteur Boniface LOMBE ainsi que tous les agents et cadres du Laboratoire Vétérinaire Central de Kinshasa pour leur collaboration et différents échanges durant toute la période de nos investigations.

Ne pas reconnaître l'apport et la collaboration des autorités officielles tant Libanaises que Congolaises pour nos études, serait une ingratitude de notre part. Qu'elles trouvent en ce mémoire un symbole de tout leur soutien.

Nous n'avons pas oublié les personnes qui par leur apport très louable nous ont permis de présenter ce mémoire sous cette forme, mais qui par modestie ont préféré que nous taisions leur noms. Nous leur disons simplement un très grand merci.

Il est difficile de citer sur ces quelques lignes les noms de tous ceux qui nous ont apporté un soutien ou une contribution quelconque, c'est ici pour nous l'occasion de dire à tous un très grand merci. Qu'ils soient donc eux aussi rassurés de notre sincère reconnaissance.

LISTE DES ABREVIATIONS ET SYMBOLES :

% + ve	Pourcentage des cas positifs
nPs	Protéines non structurales
AFSSA	Agence Française de Sécurité Sanitaire des aliments
ARN	Acide ribonucléique
CDC	Center of Disease Control
CPHL	Compagnie Pastorale du Haut Lomami
ELISA	Enzyme Linking Immuno Sorbent Assay
ENSO	El Niño-oscillation australe
FVR	Fièvre de la Vallée du Rift
Gc (G1)	Glycoprotéine C-Glycosylation
Gn (G2)	Glycoprotéine N-Glycosylation
I-ELISA	ELISA indirect
IEMVT-CIRAD	Institut d'Elevage et de médecine vétérinaire pays tropicaux- Centre de Coopération Internationale en Recherche Agronomique pour le Développement
IgG	Immunoglobuline Gamma
IgM	Immunoglobuline Mu (u)
KDA	Kilodalton
NIH	National Institutes of Heath
nm	nanomètre
OIE	Office International des Epizooties
OMS	Organisation Mondiale de la Santé
OVI	Onderstepoort Veterinary Institute in South Africa
pH	potentiel d'hydrogène
ppm	partie pour mille
RNP	Ribonucléoprotéine ou NRP en anglais
RT- PCR	Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction
VFVR	Virus de la Fièvre de la Vallée du Rift

LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES

Titre N°	Titre de tableaux	Page
Tableau I.1	Evolution chronologique de la fièvre...........................	16
Tableau II.1	Equipements et réactifs pour Microplaques Elisa et Embouts pour micropipette........................................	52
Tableau II.2	Interprétation des résultats des tests............................	53
Fig. I.2	Codage des segments L, M et S de l'ARN du Bunyavirus.	18
Fig. I.3	Coexistence IgG-IgM.................................................	24
Fig. I.4	Moustique, Hôte intermédiaire et vecteur du virus, Bunyaviru, agent de la fièvre de la Vallée de Rift. Culex (A) et Aedes (B).........................................................	29
Fig. I.5	Cycle de transmission de la Fièvre de la Vallée de Rift...	31
Fig. I.1	Répartition de la fièvre de la vallée du Rift en Afrique...	32
Fig. I.6	Photo d'un avorton lors d'un foyer de FVR...................	36
Fig. I.7	Photo d'une hépatite nécrosante, foie décoloré..........	36
Fig. II.1	Zone de l'étude dans le Nord de la province du Katanga..............................................................	49
Fig. III.1	Foie d'un foetus de Bovin avorté montrant des larges foyers nécrosés...........................................................	56
Fig. III.2	Prévalence apparente globale de l'infection dans la zone étudiée Kit IgG et IgM fourni par OVI.................	57
Fig. III.3	Résultat sérologique Kit ELISA IgG bovin (BDSL) selon la race : le zébu semble être moins susceptible par rapport à l'Africander................................................	58
Fig. III.4	Résultat sérologique Kit ELISA IgG et IgM (OVI) par race le Zébu semble très susceptible...................................	59
Fig. III.5	Résultat sérologique Kit ELISA IgG bovin fourni par BDSL.	60
Fig. III.6	Résultat sérologique Kit ELISA IgG et IgM (OVI) par âge.	60
Fig. III.7	Fréquence par âge regroupé.....................................	61

RESUME

Depuis quelques années, des signes précurseurs de la présence d'une maladie zoonique en RD Congo ont été enregistrés. Maladie presque méconnue et non stigmatisée chez les praticiens, la FVR a été signalée sous forme endémique.

Ce mémoire porte sur l' «Occurrence de la fièvre de la vallée du Rift et étude des cas chez les Bovins dans le Nord de la Province du Katanga en République démocratique du Congo. ». Le but poursuivi est d'évaluer la prévalence apparente de cette zoonose chez la population bovine dans cette province.

Cette étude présente un triple intérêt (scientifique, économique et épidémiologique) car elle permet de mieux connaitre cette infection et d'assurer une meilleure surveillance et une meilleure protection non seulement de l'homme mais aussi des Bovins. Mots clefs : Fièvre, Vallée du Rift, Zoonose, Bovin.

Nous avons réalisé une étude de cas portant uniquement sur les Bovins (Zébu et Africander) dont 351 échantillons provenant de deux lots de prélèvements sanguins lesquels ont été analysés par les tests des anticorps IgG et IgM ainsi que le bilan nécrosique. Ces tests ont permis de détecter la présence de la maladie et d'apprécier les lésions macroscopiques et microscopiques. A l'issue de cette étude, il a été enregistré un taux de prévalence de 40% pour la zone enquêtée confirmant ainsil'existence de cette zoonose au Katanga.

SUMMARY

For a few years, precursory signs giving a report on the presence of a zoonic disease in democratic Republic of Congo have been recorded. Disease almost ignored and not stigmatized in the experts, the FVR was announced in endemic form.

This memory thus relates to « Occurrence of the fever of the valley of Rift and study of the cases at the Bovines in the north of the province of Katanga in Democratic Republic of Congo. ». The objectives are to appreciate the apparent prevalence of this zoonose at the bovine population in this province.

This study presents triple interest (scientific, economic and pidemiologic) because it makes it possible to better know this infection and to ensure a better monitoring and a better protection not only of the man but also of the Bovines. Key words : Fever Valley of Rift Zoonose Bovine.

We carried out a case study relating only to the Bovines (Zebu andAfricander including 351 samples coming from two batches of blood taking away which were analyzed by the tests of the antibodies IgG and IgM as well as the necrosic assessment. These tests made it possible to detect the presence of the disease and to appreciate the macroscopic and microscopic lesions. With the exit of this study, it was shown a rate of prevalence of 40% for the surveyed zone thus confirming the existence of this zoonose in Katanga.

0. INTRODUCTION

0.1 PROBLEMATIQUE

Depuis l'époque préhistorique, l'homme pratique l'agropastorale pour subvenir à ses besoins alimentaires. De nos jours, cette activité, destinée à la domestication des animaux et des plantes est devenue plus rentable et bénéfique car elle permet de générer des revenus importants.

En effet, le développement de l'agriculture a toujours été considéré comme une révolution, marquée par un nouveau mode de vie. Il est aujourd'hui admis que la dynamique imposée par le système économique au monde puisse constamment s'adapter par manque de valeur économique stable.

Ainsi, l'homme est, non seulement au centre de cette adaptation, mais il est devenu la cible même de tous ces mouvements. Pour résister ou s'adapter à cette évolution, il est obligé de soumettre la terre à son autorité, et à la transformer de manière à tirer le maximum de profit. C'est dans ce contexte qu'il exploite et pratique plusieurs activités génératrices de revenus dont l'agriculture et ce, non seulement au sens des cultures mais aussi à celui de l'exploitation des animaux domestiques.

L'élevage des animaux comme activité commerciale suppose un bénéfice et générer donc des revenus. Cela n'est pas souvent le cas malgré les moyens que mettent en jeu les éleveurs traditionnels pour éviter d'une part les pertes conduisant à une diminution du cheptel et d'autre part à son maintien dans un état stationnaire. A la base d'une telle situation, quelques facteurs contraignants ont été épinglés tels que : avortements (visibles ou non) et mortalités des veaux ainsi que d'autres espèces animales dans le cheptel, etc. (MULUMBA-MFUMU et al., 2007).

La maîtrise des pathologies survenant dans une exploitation animale est une difficulté qu'éprouve un grand nombre de praticiens vétérinaires. Cela, non seulement à cause de la diversité de pathologies, des espèces, des races, des maladies liées au type d'exploitation ou à l'âge, mais aussi des maladies latentes. Certaines maladies sont transfrontalières à caractère zoonotique ou animales et donc avec un impact sur l'économie, la santéet la sécurité alimentaire(MULUMBA-MFUMU et al., op. cit.).

La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) appartient au groupe de maladies zoonotiques transfrontalières. Elle dispose d'un grand pouvoir de diffusion et ce, avec une gravité particulière, capable de s'étendre au-delà des frontières nationales entraînant sur son passage des conséquences graves au sein des populations animales et humaines. A ce jour, le virus de la Fièvre de la Vallée du Rift fait partie des agents infectieux potentiels utilisés comme armes biologiques exploitées dans des cas de bioterrorisme. C'est ce qui explique, sa reclassification parmi les maladies de la liste A telle que indiqué par le " National Institutes of Heath (NIH)" du " Center of Diseas Control (CDC)" aux USA (United States of American) à côté des pathogénies telles que la Peste bubonique et le Charbon bactéridien (OMS, 2006-2007).

Presque méconnue ou non stigmatisée par la plupart des praticiens en République Démocratique du Congo, la FVR a été signalée sous forme endémique (LEFEVRE, 1986 ; COETZER et al., 1994 et MULUMBA-MFUMU et al., 2007).

La RVF a été détectée pour la première fois à l'occasion de fortes pluies en 1930-1931. Une flambée d'avortements et de morts survenus chez des moutons à laine exotiques dans la vallée du Rift au Kenya, près du lac de Naivasha avec occurrence chez les humains (OMS, op. cit.) Des foyers ont ensuite été observés en Afrique Australe (République Sud Africaine, Namibie, Mozambique, Zambie et Zimbabwe), en Afrique de l'Ouest (Sénégal), en Afrique du Nord (Soudan, Egypte), au Moyen Orient (Yémen) ainsi que dans les îles Comores et Mayotte (SWANEPOEL et al., 1994).

L'émergence de l'épidémie est liée à des facteurs écologiques, climatiques globaux ou locaux, tel que le réchauffement du globe causant des condensations et des pluies abondantes entraînant des inondations et ainsi l'éclosion des vecteurs de la RFV, moustiques Culex et Aedes. Les changements en matière de précipitations et de températures peuvent avoir un effet certain sur le degré de transmission de cette maladie vectorielle(http://www.fao.org/docrep/006).

En Afrique de l'Est, par exemple, les précipitations contribuent à la création d'un environnement humide et offrent un biotope de reproduction aux moustiques vecteurs de la FVR. Les températures représentent un facteur important dans la mesure où elles favorisent une croissance rapide des moustiques et une fréquence élevée pour leur nutrition, car ils sont hématophages (http://www.fao.org/docrep/006).

La RD Congo est caractérisée par un climat chaud et humide, avec une pluviosité importante. Elle occupe une position centrale au coeur de l'Afrique ; elle est couverte par une abondante végétation et drainée par l'un des plus grands fleuves du monde, fleuve qui offre des facteurs favorables à la transmission du virus. Ces facteurs sont amplifiés par des alluvions riveraines qui proviennent parfois des pays voisins infectées par la FVR. Les maladies animales constituent le principal obstacle au développement de l'élevage en RDCongo. Elles causent des pertes importantes à travers la mortalité et empêchent les investissements dans ce secteur (MULUMBA-MFUMU et al., 2007).

Depuis quelques années, on a constaté dans le nord de la province du Katanga une baisse de la fécondité, une persistance d'un syndrome périnatal caractérisé par des avortements, des mort-nés et une mortalité élevée des veaux dont les foies présentaient des foyers de nécrose à l'autopsie et cela, malgré un programme de vaccination continue contre la Brucellose(MULUMBA-MFUMU et al., op. cit.).

§ Quelle est l'occurrence de la fièvre de la vallée du Rift chez les Bovins élevés au nord de la Province du Katanga ?

§ Quels sont les signes précurseurs de la contamination par cette infection chez les Bovins et les humains dans cette partie de la RDC ?

Ainsi, le sujet de notre mémoire de DEA est intitulé « Occurrence de la fièvre de la vallée du Rift et étude des cas chez les Bovins dans le Nord de la province du Katanga en République Démocratique du Congo. ».

0.2 HYPOTHESES DE RECHERCHE

Au vu de ce qui précède et pour répondre à ce questionnement, deux hypothèses sont formulées :

§ le taux de prévalence de la fièvre de la vallée du Rift dans la population bovine du Nord de Katanga est assez élevé.

§ la baisse des performances reproductrices, la persistance d'un syndrome périnatal dominée par des avortements ainsi que quelques cas de cécité enregistrés chez les humains dans les environs des exploitations bovines du Nord de Katanga sont des signes précurseurs d'une contamination par la fièvre de la vallée du Rift.

0.3 BUT ET OBJECTIFS DE L'ETUDE

Le but de cette étude est de ressortir la prévalence apparente d'une zoonose majeure dans la population bovine du Nord Katanga.

Cette étude vise à évaluer le degré de prévalence de la fièvre de la vallée du Rift chez les Bovins dans le nord de la Province du Katanga en RD Congo en vue de proposer une séro-surveillance.

2° OBJECTIFS SPECIFIQUES

§ subdiviser la zone d'étude en trois sites : Mitshia au nord, Kileka au centre et Lovoy au sud ;

0.4 CHOIX ET INTERET DU SUJET

Ce travail présente un triple intérêt, à savoir : scientifique, économique et sanitaire.

§ Sur le plan scientifique : étant donné que les maladies animales causent des pertes importantes et empêchent les investissements dans le secteur agricole en RDC, ce travail permet une amélioration de la capacité locale de lutte contre les principales épizooties dont la fièvre de la vallée du Rift en vue d'une meilleure surveillance et une meilleure protection de l'homme.

§ Sur le plan économique : il permet aux éleveurs et aux divers projets d'apporter des solutions adéquates pour l'amélioration de la production.

§ Sur le plan sanitaire : il fournit les données de terrain ainsi que les résultats de laboratoire pouvant permettre l'établissement d'un programme de contrôle, la sensibilisation et l'éducation de la population et la gestion des risques de contamination.

0.5 METHODOLOGIE

Cette recherche est une étude de cas qui porte uniquement sur les Bovins (Zébu et Africander). L'approche horizontale a été afin de vérifier les hypothèses émises. A cet effet, les analyses ont été réalisées au laboratoire sur deux lots de prélèvements sanguins des Bovins : le premier échantillon était constitué de 151 échantillons de sang et le second de 200 échantillons. Les analyses effectuées sur les deux cohortes ont été effectuées à l'intervalle de six mois, c'est-à-dire des prélèvements des mois de février et août 2008.

2° TECHNIQUES

Avant la descente sur terrain pour la collecte des données,deux techniques ont été utilisées, à savoir :

§ les tests des anticorps IgG et IgM, caractéristiques de l'infection, ont été effectués pour la détection de la présence ou non du virus ;

§ le bilan nécrosique a permis d'apprécier les lésions macroscopiques et microscopiques, pouvant aller ou non dans le sens de la confirmation de la maladie.

Les tests immunologiques et le bilan nécrotique ont été réalisés grâce à deux kits ELISA RVF et Kit ELISA indirect.

0.6 DELIMITATION SPATIO-TEMPORELLE

§ sur le plan spatial, cette étude s'est déroulée dans le Nord de la Province du Katanga, une des onze provinces de la République démocratique du Congo.

§ sur le plan temporel, elle a couvert les mois de février et août 2008, mois au cours desquels cette épizootie avait sévi.

0.7 DIVISIONS DU TRAVAIL

§ le chapitre premier est consacré à la revue de la littérature sur la fièvre de la vallée du Rift ;

§ le chapitre deuxième présente le milieu, les matériels et méthodes utilisés lors des investigations et

CHAPITRE I.

REVUE DE LA LITTERATURE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

I.1 APPROCHE CONCEPTUELLE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

Quelques concepts ont été définis pour une meilleure compréhension de cette recherche.

L'Africander est une race de Bovin d'Afrique. Cette race est très voisine de Zébu (Encarta®, 2009).

Une encéphalite est une affection inflammatoire de l'encéphale dont les causes sont surtout infectieuse et particulièrement virales. Certaines d'entre-elles à Arbovirus sont transmises soit par les moustiques, soit par les tiques (Larousse médicale, 2006).

En pathologie médicale, une épidémie est une extension d'une maladie transmissible à un grand nombre d'individus, dans une zone géographique déterminée. (Encarta®, op. cit.).

La dimension d'une épidémie est très variable, pouvant aller de quelques cas à plusieurs milliers. Elle peut rester localisée ou peut s'étendre, voire gagner la Terre entière (pandémie).

La détection précoce d'une épidémie repose sur un système d'alerte opérationnel et adapté en sensibilité. L'investigation doit être conduite rapidement au niveau local ou national, voire international. On parle également d'une endémie lorsque l'agent causal de la maladie est présent en permanence au sein d'une population ou dans une région. Une endémie est généralement latente, seuls quelques cas se déclarent sporadiquement. Elle peut néanmoins se manifester, épisodiquement, de façon plus dense, donnant lieu à une « endémoépidémie » (Encarta® 2009 ; Larousse médicale, 2006).

L'épizootie en pathologie animale est un fléau épidémique qui touche les animaux (plusieurs troupeaux) et se répand rapidement sur une zone déterminée (Microsoft Encarta ® op. cit. [DVD]- Microsoft Corporation, 2008).

L'étiologie est l'ensemble des causes d'une pathologie ou l'étude des causes des états pathologiques.

Certain facteurs sont directement responsables d'une maladie, comme les agents pathogènes des maladies infectieuses, les toxiques, le froid, la chaleur, etc. D'autres constituent des facteurs favorisant l'émergence d'une maladie : hérédité, âge, sexe, hygiène de vie, conditions de travail, surmenage, problèmes affectifs.

Certaines maladies ont une seule cause bien définie, comme le méningocoque dans le cas de la méningite cérébrospinale. D'autres possèdent plusieurs causes distinctes, c'est ainsi qu'on invoque pour un cancer, le rôle de facteurs génétiques (oncogènes), infectieux (virus) et environnementaux (Larousse médicale, 2006).

La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) est une zoonose virale touchant principalement les animaux mais pouvant aussi contaminer l'homme. L'infection provoque une pathologie sévère tant chez l'animal que chez l'homme, entraînant une morbidité et une mortalité élevées. Les morts et les avortements dans les troupeaux infectés par la FVR entraînent des pertes des revenus substantielles.(http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs207/fr/index.html).

La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) est également connue sous le nom d'hépatite azootique du mouton, en raison des lésions caractéristiques et de la sensibilité particulière des ovins à cette infection. Chez les humains, la FVR provoque une maladie grave semblable à la grippe, une encéphalite fatale, une cécité due à une inflammation de la rétine et souvent des complications hémorragiques conduisant à la mort.

Longtemps considérée comme affection secondaire, elle a suscité récemment l'intérêt des vétérinaires et des médecins en raison des flambées épizoo-épidémiques survenues dans certains foyers tels qu'au Soudan, Egypte, Mauritanie, Sénégal, et tout récemment au Kenya(FONTENILLE et al., 1995 ; FONTENILLE et al., 1998 ; Encarta®, 2009).

Le Zébu (du latin Bos indicus) est un mammifère de la famille des Bovins, originaire du sud de l'Asie, qui possède une grande bosse musculeuse sur le dos, au-dessus des épaules. Le Zébu est utilisé en Afrique comme bête de somme, pour son lait et sa viande. Il est très résistant à la chaleur et aux maladies tropicales. Il a été croisé avec d'autres espèces afin d'obtenir des variétés très résistantes. Le Zébu est aujourd'hui répandu en Afrique et dans certaines régions du continent américain, particulièrement en Amérique du Sud.(Microsoft Encarta ®, 2009 [DVD]- Microsoft Corporation, 2008).

La zoonose, aussi appelée Sodoku, est une maladie de l'animal transmissible à l'homme. Certaine zoonoses sont également susceptibles d'être transmises de l'homme à l'animal. Le terme d'anthropozoonose désigne plus spécifiquement les maladies exclusivement transmises de l'animal à l'homme.

Nombre des zoonoses se transmettent à l'homme par contact direct avec un animal infecté, qu'il s'agisse d'un animal domestique (chat, chien, oiseau), ou sauvage (renard). D'autres se contractent par l'intermédiaire d'un animal vecteur comme le moustique (Larousse médicale, 2006).

La Vallée du Rift (Rift Valley) a une profondeur qui varie de 390 m au-dessous du niveau de la mer sur le bord de la mer Morte à environ 1 800 m au-dessus du niveau de la mer sur les falaises du Kenya. La largeur de la vallée passe de quelques kilomètres à plus de 160 km. En Afrique de l'Est, la vallée se divise en une branche orientale et une branche occidentale. C'est sur cette dernière branche que se situe le lac Tanganyika, un des plus grands lacs du continent. Le Vallée de Rift comprend également le lac Tibériade, le Jourdain, le golf d'Aqaba, la mer Rouge et le golf d'Aden (Rift Valley, Microsoft ® Encarta ® 2009 [DVD]- Microsoft Corporation, 2008).

I.2 REVUE DE LA LITTERATURE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

Le virus à l'origine de la fièvre de la vallée du Rift (FVR) a été isolé pour la première fois en 1930, à partir d'un foyer observé près du lac Naivasha, dans la Vallée du Rift au Kenya (Tableau I.1). Cela fut une épizootie touchant les petits ruminants. Pendant de nombreuses années, ce virus a été à l'origine d'épizooties en Afrique orientale et australe affectant principalement les ruminants domestiques avec une tendance à une forte susceptibilité chez les ovins.

Des détails sur l'évolution chronologique de la maladie sont présentés au tableau I.1 ci-dessous.

ANNEE	REGION	PAYS	RUMINANTS	VICTIMES HUMAINES
1930- 1931	Afrique de l'Est	Kenya	Moutons
1950	Afrique Australe
1973	Afrique du Nord	Soudan
1974-1975	Afrique Australe	Namibie, Afrique du Sud, Mozambique, Zambie et Zimbabwe
1977	Afrique du Nord	Egypte	Ovins, Caprins, Bovins, Buffles et Camélidés	600 décès
1987	Afrique de l'Ouest	Sénégal et sud de la Mauritanie
1993	Afrique du Nord	Egypte
1997-1998	Afrique de l'Est	Nord-est du Kenya et Sud-ouest de la Somalie,
1998	Afrique de l'Ouest	Sud de la Mauritanie et Nord du Sénégal
2000	Moyen Orient	Arabie Saoudite et Yémen
2006	Afrique de l'Est	Kenya
2007	Afrique de l'Est	Kenya		75 personnes meurent sur un total de 183 malades
2007	Afrique de l'Est	Somalie		14 personnes
2009		îles des Comores et Mayotte

Les humains en contact étroit avec des bêtes malades ou mortes, étaient contaminés, mais ces cas étaient peu nombreux et rarement mortels. En 1975, la FVR fut à l'origine d'une épidémie de fièvre hémorragique associée à l'encéphalite et ayant entraîné des cas de mortalité en Afrique du Sud.

Depuis son identification en 1930-1931 dans la Vallée du Rift et son extension dans certains pays de l'Afrique subsaharienne, la maladie y est revenue, après des périodes inter-épidémiques allant de 3 à 15 ans pour la majorité des pays affectés.

Le comportement du virus pendant ce temps mort est encore très peu connu. On pense qu'il couverait dans les oeufs des vecteurs, en l'occurrence les moustiques des genres Aedes et Culex et certaines espèces animales sauvages.

Les atteintes de l'Afrique du Nord, du Moyen Orient dans les années 1977 et 2000, et en Afrique subsaharienne suffisent pour démontrer que la maladie peut sortir de sa zone natale et progresser vers d'autres zones voire d'autres continents.

I.3 Etiologie

Le virus en cause est du genre Phlebovirus, de la famille des Bunyaviridae (Bunyavirus) isolé pour la première fois en 1930, à partir des foyers des environs du lac Naivasha (Fig. I.1), dans la région du Rift au Kenya ( http://fr.wikipedia.org/wiki).

En bleu : Pays où la maladie est endémique et surviennent des épidémies importantes de RVF.

( http://fr.wikipedia.org/wiki/Fi%C3%A8vre_de_la_vall%C3%A9e_du_Rift)

I.3.1 Morphologie, structure physico-chimique et réplication du virus

a. Morphologie

Levirus de la Fièvre de la Vallée du Rift (VFVR),Bunyavirus mesure environ 80 à 120 nm de diamètre (Fig. I.2).

b. Structure physico-chimique

Le virion, particule virale primaire, est sphérique avec une symétrie hélicoïdale. Il est pourvu d'une enveloppe lipidique d'origine cellulaire portant à sa surface des projections de 5 à 10 nm formées de deux glycoprotéinesGn et Gcautrefoisnommées(G1 et G2) de 65 et 56 KDA respectivement en termes de poids moléculaire. Les spicules glycoprotéines sont responsables de la fixation du virus à la surface des cellules sensibles. Ils sont aussi le support de l'activité hémagglutinante et la cible de la réponse immunitaire humorale (Fig. I.2 A et B).

( http://www.john-libbey-eurotext.fr/fr/revues/bio_rech/vir/e-docs / 00/ 03/ F8/ 4E/ article.phtml?fichier=images.htm)

c. Réplication du virus

Bunyavirusfixé sur les récepteurs des cellules cibles est internalisé par endocytose.Il est enveloppé et possède un génome composé de troissegmentsd'ARN simple de polarité négative (Fig. I.2 B): L pour (large), M pour (medium), et S pour (small). Chaque ARN est sous forme de ribonucléoprotéine d'aspect circulaire (NRP ou RNP).

Le segment L code pour la polymérase L, le segment M pour les deux protéines (Gn et GC) ainsi que deux protéines non structurales et le segment S (ambisens) code pour les deux protéines, la nucléoprotéine N et une protéine non structurale NSs (Fig. I.2).

I.3.2 Cycle viral

La première étape de synthèse d'ARN est la transcription primaire qui assure la synthèse des ARNm. Elle est effectuée par le complexe de transcription associé aux RNP. Chez les virus de cette famille, la transcriptase utilise un mécanisme particulier, décrit à l'origine pour les Myxovirus, qui consiste à initier la synthèse des ARNm avec un oligoribonucléotide coiffé. C'est la capture de coiffe ou "cap-snatching".

L'oligonucléotide amorce est généré par clivage de l'extrémité 5' d'ARNm cellulaires ; il comprend la coiffe et les 10-18 nucléotides suivants. Le clivage est effectué par l'activité endonucléasique associée à la protéine L.

Ainsi, tous les ARNm possèdent à leur extrémité 5' une coiffe suivie d'une petite séquence variable de 10 à 18 nucléotides qui représente une extension par rapport à l'extrémité 3' de la matrice génomique. Dans la plupart des cas, l'amorce s'apparie avec lenucléotide en position +1 de l'extrémité 3' de la matrice mais, parfois, elle s'apparie en position +2 ou +3, est allongée de quelques bases, se décroche puis se repositionne en position +1 selon un mécanisme de réalignement de l'amorce.

Le mécanisme de capture de coiffe s'applique aussi au génome ambisens. Malgré la capacité de l'ARN de sens génomique à coder pour la protéine NSs, cet ARN ne sert pas directement d'ARNm. Cette protéine est synthétisée à partir d'un ARNm spécifique transcrit en utilisant l'antigénome comme matrice et initié par une amorce cellulaire.

L'ARNm M est polyadénylé à son extrémité 3' et le site de terminaison est situé à quelque 70-140 nucléotides de l'extrémité 5' du génome. Quant au segment L, il ne possède pas de site de terminaison de transcription spécifique et son ARNm est un transcrit complet.

(http://www.john-libbey-eurotext.fr/fr/revues/bio_rech/vir/e-docs/00/03/F8/4E/article.phtml)

LOPEZ et al. (1995) ont montré que le complexe de transcription du virus de la FVR peut être reconstitué en exprimant les protéines recombinantes L et N. Ce complexe est capable de transcrire des ARN exogènes synthétisés in vitro.

Les séquences de l'ARN viral reconnues par le complexe correspondent aux 14 nucléotides de l'extrémité 3' qui sont conservés dans les trois segments de tous les Phlebovirus.

Outre la synthèse des ARNm, la transcriptase synthétise les antigénomes, molécules qui servent de matrice de réplication pour la synthèse des génomes. Les molécules génomiques et antigénomiques ont un ribonucléotide triphosphate à la position +1 de la séquence virale, ce qui laisse penser que la réplicase n'utilise pas d'amorces. La nature exacte de cette enzyme n'est pas connue. La protéine NSs serait une protéine accessoire ou, si elle est nécessaire, sa fonction est compensée par d'autres protéines telles que la polymérase L des Nairovirusou la protéine N des Nairoviruset des Hantavirus, qui contiennent deux fois plus d'information que celle des Phlebovirus.

La question du rôle essentiel ou accessoire de la protéine NSs du VFVR doit être débattue sachant qu'il existe un mutant naturel Clone 13 dans lequel le gène NSs est déleté de 70 % et cette délétion interne conserve en phase de lecture les régions N et C terminales. Pourtant, le virus n'a pas perdu sa capacité à infecter vertébrés et moustiques. La possibilité de manipuler le génome de ce virus au moyen de la génétique inverse, comme cela vient d'être réalisé par BRIDGEN et ELLIOTT pour le virus Bunyamwera (prototype du genre Bunyavirus) devrait être la meilleure approche expérimentale pour aborder ces questions (LOPEZ et al., 1995).

Bien que le cycle viral se déroule dans le cytoplasme, des structures filamenteuses contenant la protéine NSs sont détectées au niveau du noyau des cellules infectées. Depuis quelques années, certains chercheursont mis en évidence le rôle essentiel que joue la protéine NSs dans la pathogénicité du RVFV. Ils ont tout d'abord montré que la protéine NSs est un facteur de virulence puisque les virus naturellement délaités de cette protéine ne sont plus pathogènes. Ils ont aussi démontré que la protéine NSs bloque la production d'interféron de type I. (BOULOY et al. cités par Lopez et al., 1995).

L'infection par le VFVR entraîne une inhibition rapide et importante de la synthèse des ARN cellulaires qui s'accompagne d'une diminution de la concentration du facteur de transcription TFIIH. En ce qui concerne ce facteur, outre son rôle dans l'induction de la transcription, il serait impliqué dans la réparation de l'ADN et probablement aussi dans la régulation du cycle cellulaire. La protéine NSs, en limitant la quantité de TFIIH fonctionnel, inhibe la transcription des gènes cellulaires et permet ainsi au virus d'échapper à la réponse antivirale de l'hôte (LOPEZ et al., 1995).

I.3.3 Pouvoir pathogène

Le pouvoir pathogène du VFVR est variable qualitativement ou quantitativement selon l'origine géographique et selon les souches. En effet, on distingue des souches viscérotropes, neurotropes ou pantropes selon le lieu de prédilection.

La variation génétique du VFVR a été estimée en séquences une partie de l'ARN du segment N de 22 isolats de diverses espèces hôtes. L'ARN du segment N de l'isolat égyptien (ZH501), a été utilisé comme référence pour ces comparaisons.

La plupart des isolats étaient très comparables à ZH501 aux niveaux des séquences des acides nucléiques et des séquences déduites des acides aminés. La variation des séquences des acides nucléiques était de 0 à 4,5% et celle des acides aminés de 0 à 2,4%. On a identifié des modifications spécifiques codant les acides aminés qui peuvent jouer un rôle dans la neutralisation du virus et contribuer à sa virulence.

Comme d'autres Arbovirus, le VFVR circule du site d'inoculation aux ganglions lymphatiques via la circulation lymphatique. Après réplication dans les ganglions lymphatiques, sa dissémination dans l'organisme est assurée par la circulation sanguine engendrant une virémie primaire et l'infection des organes cibles. Un examen sanguin lors d'une atteinte par le VFVR est caractérisé par une profonde leucopénie, une élévation des enzymes hépatiques associée aux lésions hépatiques et une thrombocytopénie.

Le foie, la rate et le cerveau sont des sites de prédilection pour la réplication du VFVR. Dans les atteintes aigues, le VFVR affecte principalement le foie ; les cellules hépatiques entrent rapidement en nécrose générale ou focale du foie, nécrose qui est caractérisée par une décoloration du parenchyme hépatique. Les hépatocytes infectées présentent des inclusions intranucléaires ovales ou en bâtonnets supposées contenir les protéines NSs (AFSSA, 2008).

I.3.4 Pouvoir antigène et immunogène

Dans la plupart des infections virales, le VFVR est supposé induire une réponse immunitaire innée et adaptive. L'immunité innée assure la défense de l'organisme avant la mise en place des mécanismes d'activation. La réponse immunitaire cellulaire est encore mal connue et il est admis que les infections à Bunyavirus déclenchent une réponse humorale qui joue un rôle important dans la protection du sujet infecté. La nucléoprotéine NP est l'immunogène majeure, mais les anticorps neutralisants, possédant un rôle protecteur, sont dirigés contre les glycoprotéines Gn et Gc (AFSSA, 2008).

Les anticorps IgM apparaissent d'abord trois à cinq jours après le déclenchement de l'infection de FVR, au moment où la virémie s'arrête. Ils persistent durant un à deux, ou trois à quatre mois chez certains animaux. Les anticorps IgG apparaissent 10 à 14 jours après le début de l'infection et persistent pendant au moins un à deux ans, ou durent toute la vie.Lors de réinfection, des IgM apparaissent (même en présence d'IgG), mais elles sont éphémères (Fig. I.3). Cette caractéristique est mise à profit pour le dépistage d'infections récentes.

I.3.5 Résistance aux agents physiques et chimiques

Les études sur les propriétés physico-chimiques et la résistance de VFVR tendent à montrer que ce virus est résistant et stable dans les conditions naturelles (Tableau I.2). Cette situation contraste quelque peu avec la présence d'une enveloppe lipidique associée, en général avec les virus à ARN, à une résistance plutôt faible dans le milieu extérieur (AFSSA, 2008).

I.4 Epidémiologie

I.4.1 Epidémiologie moléculaire

Le séquençage du génome du VFVR a permis de classer les souches en trois lignées ou « topo types ». Ces trois lignées recoupent à peu près la répartition géographique :

Les souches virales des épidémies égyptiennes de 1977 et 1993 sont proches, ce qui suggère que la FVR se maintient sous forme endémique en Egypte (LOPEZ et al., 1995).

Les souches de l'Afrique Centrale et de l'Est restent apparentées à travers le temps, ce qui montre une grande stabilité de souche en un même lieu, malgré le passage de cycles endémiques en cycles épidémiques.

La mise en évidence de souches appartenant à un groupe donné dans une zone géographique où prédomine un autre groupe prouve une certaine circulation des souches selon deux mécanismes possibles :la circulation en forêt tropicale humide par un hypothétique cycle selvatique. La mise en évidence du virus chez des moustiques selvatiques, des singes et desrongeurs est un argument indéniable.

Les migrations ou le mouvement des animaux ou vecteurs infectés comme cela a été établi chez certaines souches de Brucella.Alors que la réponse à la probabilité d'avoir lieu, une certaine souche issue de la recombinaison de segments L, M et S de souches de groupes différents dans la nature, reste inconnue (LOPEZ et al., op. cit.).

I.4.2 Epidémiologie descriptive

Quand les conditions climatiques en Afrique sont favorables, la FVR évolue sous forme enzootique (on n'en trouver aucune trace) entrecoupée de temps à autre par des flambées épizootiques (avortements et mortalité).Introduite pour la première fois, elle sévit sous forme de foyers localisés.Dans certains cas, après un premier cycle d'amplification animale, elle peut atteindre la population humaine et peut se révéler mortelle.

La FVR est azootique en Afrique sub-saharienne et à Madagascar et elle est périodiquement signalée en Egypte (SWANEPOEL et al., 1994 ; OMS, 2006-2007).

Pour que les épidémies se produisent, trois facteurs doivent être présents :

§ des conditions climatiques ou environnementales favorisant un développement massif de la population de moustiques vecteurs.

I.4.3 Epidémiologie analytique

I.4.3.1 Modes de transmission

Le virus peut être transmis par des piqûres de nombreuses espèces de moustiques appartenant aux genres Aedes, Anopheles,Culex, Eretmapodites et Mansonia, tous vecteurs biologiques compétents de la maladie (Fig. I.4). Les moustiques du genre Aedes sont les hôtes réservoirs du virus (Fig. I.4A).

Les moustiques du genre Culex jouent un rôle important dans l'amplification virale et la contamination humaine, mais la transmission verticale n'est pas possible. Ceux du genre Aedes assureraient aussi la survie du virus d'une saison humide à l'autre par le biais d'une transmission verticale (FONTENILLE et al., 1995 et 1998; DIALLO, 2000).

Les animaux sont contagieux pendant leur période virémique, qui peut être brève (6 à 18 heures) ou persister jusqu'à six à huit jours.

Les moustiques infectés peuvent être transportés sur de longues distances par des vents ou des courants d'air de basse altitude, ce qui peut conduire à une propagation rapide du virus de région à région ou même internationalement.

La maladie se transmet aux personnes manipulant des animaux infectés et de la viande contaminée.

En effet, les humains peuvent être infectés par des piqûres de moustique (le plus souvent des Aedes)mais, dans la grande majorité des cas, l'infection se produit chez l'homme à la suite d'un contact direct ou indirect avec du sang ou des organes d'animaux contaminés.

Le virus peut se transmettre lors de la manipulation des tissus animaux au cours de l'abattage ou de la découpe, pendant les mises bas et les interventions vétérinaires ou lors de l'élimination des carcasses ou des foetus. Certains groupes professionnels, comme les éleveurs, les agriculteurs, les employés des abattoirs et les vétérinaires, sont donc les plus exposés au risque d'infection.

Le virus pénètre chez l'homme par inoculation, en cas de blessure avec un couteau souillé ou de lésion cutanée, par exemple, ou par inhalation des aérosols produits au cours de l'abattage des animaux infectés. Ce dernier mode de transmission a aussi abouti à la contamination de personnes travaillant dans des laboratoires. Il semble bien que l'homme puisse également être contaminé en ingérant du lait cru ou non pasteurisé provenant d'animaux infectés. Des infections humaines ont été également à la suite de piqûres de moustiques, le plus souvent des Aedes (Fig. I.4A). De même, les mouches hématophages,se nourrissant de sang, peuvent également transmettre le virus de la FVR.

Fig. I.3 : Moustique, Hôte intermédiaire et vecteur du virus, Bunyavirus, agent de la fièvre de la Vallée de Rift.

http://www3.ac-nancy-metz.fr/ien-bar/IMG/Image/momes69/insolites/le-moustique-38040.jpg et LUAMBA, 2008.

§ en Amérique du Nord, les moustiques du genre Aedes, Culex et Anophelessont des vecteurs du virus.

§ les vecteurs mécaniques, comme les moucherons et les mouches piqueuses, jouent un rôle important durant les épidémies d'envergure.

Le VFVR peut passer la saison sèche dans les oeufs en dormance de certaines espèces d'Aedes. Ces moustiques seraient un véritable réservoir de la maladie, mais la preuve expérimentale reste nécessaire pour confirmer cette affirmation. Avec suffisamment de pluies, les moustiques infectés se développent et infectent des ruminants (FONTENILLE et al., 1995 et 1998).

Certaines études au Sénégal ont démontré la présence des anticorps chez certaines espèces des rongeurs. Les épizooties de FVR ont une cyclicité associée à des changements bioclimatiques favorisant la pullulation des vecteurs et sont suivies d'une période d'immunité chez le bétail qui le protège de la réinfection. Il est possible que pendant ces périodes, certaines espèces animales dont les rongeurs jouent le rôle d'hôtes amplificateurs et de maintien de l'infection. Cependant, la virémie est plus courte chez les rongeurs que chez les ruminants. Les singes d'Afrique, les porcs et les carnivores domestiques présentent une virémie passagère avec séroconversion et sont considérés comme des culs-de-sac épidémiologiques (FONTENILLE et al., 1998 ; DIALLO et al., 2000).

§ Pour les animaux, les espèces sauvages (ruminants sauvages, buffles, antilopes, gnous, etc.), domestiques (bovins, ovins, caprins, dromadaires, différents rongeurs) et les vecteurs (moustiques : Aedes, Anopheles, Culex, et Mansonia).

§ Pour l'homme : écoulement nasal, sang, sécrétions vaginales après avortement chez l'animal, moustiques et viande contaminée. Eventuellement aérosols et lait cru infectieux (Fig. I.4).

Fig. I.4 : Cycle de transmission de la Fièvre de la Vallée de Rift.

I.4.3.2 Répartition géographique

La fièvre de la vallée du Rift est signalée exclusivement dans les pays africains, notamment lorsque la pluviosité est importante et que les populations de moustiques vecteurs sont denses. Les seuls foyers épizootiques enregistrés en dehors de l'Afriquesubsaharienne ont touché des hommes et des animaux en Egypte, en 1977-78 et en 1993. Jusqu'à une époque récente, on pensait que la FVR était limitée à l'Afrique et Madagascar (Fig. I.1). Elle a pourtant été signalée dans la région Tihama en Arabie saoudite, dans l'archipel des Comores et au Yémen en septembre 2000 (NAU, 2009). Des contaminations sont survenues en laboratoire dans d'autres parties du monde

I.5 Manifestations cliniques

Les symptômes de la FVR ne sont pas spécifiques et varient en fonction de l'espèce, de l'état physiologique et de l'âge des animaux. Ils sont dus à un tropisme particulier du virus pour les hépatocytes (hépatite nécrosante) et les cotylédons dans le placenta chez les femelles en gestation.

La durée d'incubation est, elle aussi, très variable, de quelques heures dans la forme suraiguë à trois semaines dans la forme subaiguë. Le code zoo sanitaire de l'Office International des Epizooties (OIE) reconnaît une durée d'incubation de 30 jours au maximum

I.5.1 Chez les Ovins

o Symptômes : forte hyperthermie (40-42°C), anorexie, asthénie musculaire, des douleurs abdominales, mort dans les 36 heures suivant l'inoculation ;

o Mortalité : 90 % chez les animaux de moins d'une semaine et 20 % chez les animaux de plus d'une semaine.

§ La forme aigue chez les adultes et les jeunes de plus de trois semaines :

o Symptômes : forte hyperthermie (40-41°C), écoulement nasal mucopurulent, vomissements ; chez les femelles gravides, le taux d'avortements peut atteindre 100 %, diarrhée putride hémorragique et parfois ictère, une lymphadénite, une colique et une démarche instable ;

§ La forme subaiguë se traduit par des avortements nombreux dans les troupeaux deux semaines après l'infection

o Symptômes : Une fièvre biphasique, anorexie, affaiblissement, vomissements et douleurs abdominales, avec ou sans gastro-entérite hémorragique. Une hépatite et une jaunisse sont développées dans la plupart des cas.

§ La forme inapparente, est vraisemblablement très fréquente et est largement sous-estimée. Elle n'est détectée que lors d'enquêtes sérologiques et traduit une circulation du virus à bas bruit.Les chevaux, les chiens et les chats sont réceptifs (virémie transitoire) mais ne présentent aucun symptôme.(http://agriculture.gouv.fr/guide_epizooties/monographies/f-fvr.htm).

I.5.2 Chez les Caprins

La FVR chez les caprins est similaire à celle des ovins mais pas aussi grave. Il est important de rappeler que les moutons et les chèvres indigènes en Afrique peuvent ne présenter aucun des signes susmentionnés et aucun signe clinique si ce n'est quelques avortements. Les troupeaux comprenant ou voisins d'animaux exotiques atteints d'une FVR sévère peuvent ne présenter aucun signe

I.5.3 Chez les Bovins

La maladie évolue différemment selon l'âge des animaux. Chez les veaux, la forme aigue est fréquente avec hyperthermie (40-41°C), dépression, faiblesse générale, refus de se déplacer, diarrhée fétide, polypnée et dyspnée, mortalité (10-70%).

Chez les adultes, l'avortement est souvent le seul symptôme mais peut toucher 80 à 90% des femelles gestantes. Lorsqu'ils sont atteints par une forme aigue, les bovins adultes présentent de l'hyperthermie (40-41°C) pendant 2 à 4 j, hyper salivation, asthénie musculaire, diarrhée, de l'anorexie, le jetage mucopurulent, une diarrhée hémorragique et une baisse nette de la production de lait. Quand la maladie s'étend sur une à deux semaines, un ictère net apparaît. La mortalité dépasse rarement 10%. Des cas tératologiques ont été aussi signalés chez les avortons (Fig. I.5).( http://www.oie.int/fr/maladies/fiches/f_a080.htm).

Fig. I.6 : Photo d'une hépatite nécrosante chez une vache : foie décoloré, rouge jaunâtre et friable.

I.5.4 Chez les Dromadaires

Bien que l'infection soit généralement latente chez les animaux adultes, les chamelles gestantes peuvent avorter à tout moment de la gestation et des morts néonatales peuvent se vérifier. Des taux d'avortement de 70 % des gestantes ont été observés avec de nombreuses morts au moment de la mise bas et jusqu'à l'âge de 3 à 4 mois

I.5.5 Chez les Rongeurs

Infectés expérimentalement, la mortalité est variable en fonction des espèces : 95 à 100% chez la souris blanche en fonction de la souche virale, alors que des rongeurs sauvages du Sénégal tels que Arivants niloticus et Mastomys erythroleucus semblent insensibles à la maladie avec une simple séroconversion dans seulement 25% des cas (DIOPet al., 1989).

I.5.6 Chez l'Homme

Chez l'Homme le virus peut se manifester sous l'apparence de plusieurs syndromes différents. Habituellement les victimes n'ont aucun symptôme ou seulement une maladie peu bruyante avec de la fièvre, des maux de tête, des myalgies et des anomalies hépatiques. Dans un petit nombre de cas (< 2%) la maladie peut évoluer vers un syndrome de fièvre hémorragique, de méningo-encéphalite (inflammation du cerveau), ou encore affecter l'oeil (rétinite). Les patients qui tombent malades présentent habituellement de la fièvre, un état de faiblesse généralisée, des douleurs dorsales, des vertiges, et une perte de poids au début de la maladie. En règle générale, les patients entrent en convalescence 2 à 7 jours après le début de la maladie ( http://fr.wikipedia.org/wiki/Fi%C3%A8vre_de_la_vall%C3%A9e_du_Rift).

Dans les formes aigues, après une période d'incubation de deux à six jours, les patients présentent les symptômes semblables à ceux de la grippe avec une poussée soudaine de fièvre, de l'asthénie, des maux de tête, des maux de dos, des myalgies, et souvent une photophobie et des vomissements.

La fièvre est biphasique. La jaunisse constatée habituellement reflète un certain degré de dégénérescence du foie. On peut alors confondre la FVR avec la méningite ou une grippe.

Selon SWANEPOEL et al. (1994) et EVANS et al. (2007), les complications de la FVR qui se produisent à un faible pourcentage d'infections humaines incluent :

§ Forme oculaire (la rétinite): dans ce cas, les symptômes habituels de la forme bénigne s'accompagnent de lésions rétiniennes, qui apparaissent en général une à trois semaines après la manifestation des premiers symptômes. Habituellement, les patients signalent une baisse de la vision ou une gêne visuelle. La maladie peut guérir spontanément sans laisser de séquelles en dix à douze semaines. Chez certains patients cependant, les lésions se produisent près de la tâche jaune et la moitié des patients souffriront d'une baisse définitive de leur acuité visuelle. La létalité est faible pour cette forme ;

§ Forme hémorragique : cette forme rappelle les manifestations cliniques de la fièvre hémorragique d'Ebola, à savoir: deux à quatre jours après le début de la maladie, le patient présente les signes d'une atteinte hépatique grave avec ictère. Des phénomènes hémorragiques apparaissent ensuite: vomissements de sang, sang dans les selles, purpura ou ecchymoses (provoqués par des saignements cutanés internes), saignements du nez ou des gencives, ménorragies et saignements aux points de ponction veineuse. Le taux de létalité pour ce syndrome hémorragique est élevé et se situe aux alentours de 50 %. Le décès survient habituellement trois à six jours après l'apparition des symptômes. On peut détecter le virus dans la circulation sanguine pendant une dizaine de jours chez les patients atteints de la forme ictéro-hémorragique de la FVR ;

§ Méningo-encéphalite: elle apparaît en général d'une à quatre semaines après les premiers symptômes de la FVR. On observe dans les manifestations cliniques d'intenses céphalées, des pertes de mémoire, des hallucinations, une désorientation, un état confusionnel, des vertiges, la léthargie et le coma. Les complications neurologiques surviennent plus tard (après 60 jours). La létalité est rare chez les patients atteints uniquement par cette forme, mais des séquelles neurologiques parfois graves sont courantes ( http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs207/fr/index.html).

I.6 LESIONS

Les lésions hépatiques sont semblables chez toutes les espèces (et ne varient que selon l'âge). Les plus graves sont observées chez les foetus avortés et les agneaux nouveau-nés :

§ Nécrose hépatique en foyer ou généralisée (foyers nécrotiques blancs ou gris blanchâtre d'environ 1 mm de diamètre),

§ Le foie est moyennement à hautement hypertrophié, mou, friable avec des plaques de congestion irrégulières, et hémorragies sous-capsulaires,

§ Hémorragies cutanées étendues, pétéchies ou ecchymoses sur les membranes séreuses (feuillet pariétal et viscéral),

§ Congestion et hémorragies du cortex rénal, de la vésicule biliaire et de la muqueuse de la caillette sont courantes,

§ Le contenu intestinal est souvent d'un brun chocolat foncé et dans certains cas, on observe une entérite hémorragique, une hypertrophie de la rate,

I.7 DIAGNOSTIC

I.7.1 Diagnostic de terrain

Les épidémies de FVR doivent toujours être fortement suspectées lorsqu'il y a une mortalité élevée d'agneaux et des chevreaux associée à une augmentation des taux d'avortements chez les ovins, les caprins, les bovins ou les camélidés. Cela est particulièrement le cas en présence d'une inondation de surface dans la savane ou les zones semi-arides après des pluies prolongées (ou dans les zones irriguées), en présence d'une importante quantité de moustiques, et si une maladie est constatée simultanément chez les populations humaines (syndrome pseudo-grippal).

Le laboratoire est seul en mesure d'assurer le diagnostic. On peut poser le diagnostic de la FVR aiguë à l'aide de plusieurs méthodes. Les tests sérologiques, comme le dosage immuno-enzymatique (méthodes "ELISA" ou "EIA") peuvent mettre en évidence la présence d'IgM spécifiques pour le virus. On peut détecter le virus lui-même dans le sang au début de la maladie ou dans les tissus prélevés postmortem à l'aide de diverses techniques de propagation virale (cultures de cellules ou inoculation d'animaux) ou d'épreuves de détection des antigènes par RT-PCR (http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs207/fr/index.html).

I.7.2 Diagnostic différentiel

Certaines maladies ainsi que toutes les causes d'avortement chez les ruminants peuvent être confondues cliniquement avec la FVR. Ici, les maladies à prendre en considérationcomprennent :

Chez l'humain, les signes cliniques sont variés et le diagnostic différentiel doit comprendre l'élimination des possibilités suivantes :

I.7.3 Diagnostic de laboratoire

§ Sang entier (20ml) provenant d'animaux fébriles avec un anticoagulant : acide éthylène-diamine-tétracétique (EDTA) ou héparine (pénicilline 200 unités et streptomycine 200ug/ml) pour la virologie,

§ Sérum (10ml) provenant d'animaux présentant une fièvre aigue et ceux convalescents pour la sérologie,

§ Echantillons de tissus frais provenant d'animaux morts récemment et de foetus avortés (rate, foie, reins, ganglions lymphatiques, coeur, cerveau) et placés dans des récipients stériles,

§ Tissus fixés (rate et foie) dans du formol tamponné à 10% pour l'histopathologie.

Tous les échantillons doivent être expédiés à 4°C (sachets réfrigérants). Si les délais d'expédition dépassent 24 heures, les tissus frais et les échantillons sérologiques doivent être congelés à -20°C, puis expédiés avec des sachets réfrigérants.

Lors de la manipulation et de l'expédition des prélèvements, toutes les précautions doivent être prises pour empêcher la contamination des personnels, notamment en prêtant attention au risque d'aérosolisation de gouttelettes de sang.( http://www.oie.int/fr/maladies/fiches/f_a080.htm).

I.7.3.1 Histopathologie

La découverte de lésions histologiques caractéristiques avec des pan-nécroses dans les foies des jeunes animaux ou des foetus est caractéristique de la FVR.

I.7.3.2 Isolement du virus

Le virus de la FVR peut être isolé à partir du sang total ou d'homogénats de tissus frais par :

c. Inoculation du virus à des cultures de tissus (Véro, CER, BHK-21, lignées de cellules de moustiques ou cultures de cellules primaires de reins et de testicules de veau, d'agneau et de chèvre).

I.7.3.3 Détection des antigènes

a. Tests d'immunofluorescence directe ou indirecte sur des calques ou des coupes de foie, de rate ou de cerveau.

b. Tests d'immunodiffusion en gélose (IDG) sur des tissus frais (diagnostic rapide)

d. Tests d'immunohistochimie (HIC) : la coloration histochimique de coupes congelées ou de tissus fixés au formol.

e. Technique d'amplification en chaîne par polymérase RT-PCR (Reverse Transcriptase- Polymérase Chain Réaction).

I.7.3.4 Détection des anticorps

a. Tests ELISA pour tester la présence d'IgM et d'IgG (le test ELISA indirect est un test fiable et sensible et peut fournir des résultats en quelques heures).

I.7.3.5 Détection du matériel génétique viral

a. Un test PCR de rétrotranscriptase est maintenant disponible pour détecter le matériel génétique viral.

b. Le séquençage de la région par protéine-codage NSs du génome peut être utilisé pour une analyse phylogénétique (prise des empreintes génétiques) d'isolats du virus.

I.8 TRAITEMENT

I.8.1 Traitement curatif

Aucun traitement spécifique. Traitement symptomatique est d'application dans les cas sévères chez l'homme.

I.8.2 Traitement prophylactique

a. Prophylaxie sanitaire

Les mesures d'hygiène et la lutte contre les vecteurs s'avèrent peu efficaces.

b. Prophylaxie médicale

I.8.3 chez l'homme

§ La FVR étant relativement bénigne et de courte durée dans la plupart des cas humains, aucun traitement spécifique ne s'impose pour ces patients. Dans les cas plus graves, c'est le traitement symptomatique général qui prédomine.

§ On a mis au point un vaccin inactivé à usage humain, mais il n'est pas homologué et n'est pas proposé dans le commerce, mais son utilisation est restée expérimentale. D'autres vaccins candidats sont à l'étude.

CHAPITRE II

MILIEU, MATERIELS ET METHODES

II.1 MILIEU

a. Laboratoire de recherche

La présente recherche a été menée au Laboratoire Vétérinaire de Kinshasa, Département technique dans les Services de Pathologie générale et de Sérologie. Ce Laboratoire est une institution du ministère de l'agriculture spécialisée dans le diagnostic des maladies animales, la production des vaccins, l'encadrement des éleveurs, l'encadrement des étudiants dans le domaine bio - médicale et la recherche vétérinaire.

b. Description du terrain : Nord de la province du Katanga

Les données exploitées dans ce travail ont été récoltées dans la partie Nord de la Province du Katanga du fait de son accessibilité et de sa population importante en ruminants domestiques et ce, dans les environs de quelques grandes exploitations bovines industrielles. Cette zone est située entre le 7^ème et 9^ème parallèle de latitude Sud et les 24^ème et 28^ème méridien de longitude Est (KEVERS. 1986).

Cette zone jouit d'un climat tropical de type Aw₄ caractérisé par deux saisons :

§ une saison de pluies de 8 mois avec une pluviométrie annuelle moyenne de 1 500 mm et dont les mois de novembre, décembre, janvier, février et mars sont les plus pluvieuxet

La moyenne annuelle de température varie entre 22°C et 24°C (30,5°C max. et 15,4°C min.) ces différentes variations sont sous l'influence des brides du SUD-EST avec une insolation moyenne journalière de #177; 21°C. Les précipitations moyennes annuelles sont évaluées à 1 500 mm. Le ranch sol est sablonneux avec une forte infiltration hydrique pour certains secteurs comme la Lovoy et la Kileka et d'un sol argileux rouge, très compact à faible infiltration hydrique plus au Nord vers Kabongo. Les bas fonds sont tapissés d'un sol argileux gris (GILLAIN, 1953 ; MULUMBA-MFUMU, 2007).

La végétation est caractérisée par une savane de type Soudano-Zambezien (Lovoy et Kileka) et de Guinéen plus au Nord, parsemée d'arbustes et entre coupée par de galeries forestières le long des cours d'eau. Les marrais, aussi très visibles et inondés parfois jusqu'en saison sèche, servent des pâturages durant la saison sèche en absence d'inondations.

Le réseau hydrographique est abondant et ramifié par les rivières dont la Lomami, la Lovoy, la Lwembe et la Koholo sont les plus importantes et le long desquelles sont aménagés des points d'abreuvement alimentés par plusieurs affluents (Fig. II.1).

II.2 MATERIELS ET METHODES

Cette étude horizontale est menée dans le but de ressortir la prévalence apparente d'une zoonose majeure. Elle fait suite à des constats cliniques établis après quelques visites de terrain avec un suivi de résultats d'analyses de laboratoire à partir des sérums bovins récoltés et livrés au Laboratoire Vétérinaire de Kinshasa. Les constats reflètent une baisse de la fécondité, une persistance d'un syndrome périnatal caractérisé par des avortements, des mort-nés et une mortalité élevée des veaux dont les foies présentaient des foyers de nécrose à l'autopsie et cela, malgré un programme de vaccination continue contre la Brucellose et ce depuis plusieurs années. Ce syndrome associé aux facteurs climatique et végétal a fait penser à la fièvre de la vallée du Rift ; ce constat a fait initié une séro-surveillance, dans un premier temps, avec comme objectif la connaissance et la détection des anticorps de la maladie suspectée et l'évaluation de la prévalence.

Lepremier lot de 151 prélèvements sanguins a été réalisé sur les deux races de bovins de différents âges ayant présenté des avortements visibles ou non et/ou réputés stériles au centre de la zone où l'impact de la maladie, conformément au syndrome, se faisait plus sentir par rapport aux deux autres sites (Nord et Sud). Le sang était collecté dans des tubes vacutainer avec anticoagulant (Acide Ethylène Diamine Tétra-acétique ou EDTA) et conservé au froid dans une glacière à 4°C. Le sérum fut décanté trois jours après puis aliquotés dans les cryotubes et conservés à moins 20°C. Vu le caractère pressant et la nécessité de poser un diagnostic rapide, ce premier lot fut envoyé au laboratoire régional de référence "Onderstepoort Veterinary Institute OVI" d'Afrique du Sud.

Ledeuxième lot de 200 prélèvements était réalisé six mois après dans le même site, 40 échantillons au Nord ainsi que quelques tissus, arrière-faix de vaches et organes des veaux.

Les anticorps IgG et IgM caractéristiques de l'infection, étaient ensuite détectés afin de conclure sur la présence ou non de la maladie.

Le bilan nécrosique (diagnostic posé sur base de l'altération tissulaire) a permis d'apprécier les lésions macroscopiques et microscopiques, pouvant confirmer ou infirmer la maladie.

Tous les sérums ont été testés pour la détection des anticorps IgG et IgM anti-RVFV et pour ce deux anticorps, différents kits ont été utilisés, à savoir :

§ le kit ELISA RVF visant les IgG chez les bovins, fourni par BDSL au Royaume Uni et,

§ le kit ELISA indirect pour les IgG et IgM chez les ruminants fourni par OVI en Afrique du Sud.

II.2.1 EQUIPEMENTS ET REACTIFS

Microplaques Elisa	Embouts pour micropipette
Substrat ABTS (acide sulfonique 2,2' -azinodiethylbenzothiazoline)	Eau distillée
Solution d'arrêt (Electran)	Couvercles pour microplaques
Lait en poudre écrémé	Incubateur -agitateur
Tween 20	Microplaques
Poudre de PBS	Sérum de la souris anti-VFVR
Tampon de lavage	Ag de VFVR
Tampon de dilution	Ag de contrôle (C++, C+ et C-)
Tampon de blocage	Sérum à tester
Solution d'arrêt :Sulfate de Sodium Dodecyl	Sérums de contrôles
Lecteur de microplaques ELISA	Conjugués (HRPO, )
Centrifugeuse	Souche rNVFVR
Tubes de centrifugeuse et microtubes	pH mètre
Vortex	Tampon de carbonate-bicarbonate
Dispositif de nettoyage des microplaques	Sérum de chèvre anti-humain
Micropipette de précision	Antisérum lapin, Antisérum mouton

II.2.2 TESTS

II.2.2.1 RVFELISA Kits, CATTLE IgG (Kit ELISA IgG bovine - BDSL)

Procédure

Le volume utilisé est de 100 ul/puits, et tous les lavages sont effectués 3 fois en utilisant 300 ul de tampon de lavage par puits.

1. Couvrir les plaques avec 100 ul sérum anti-VFVR de la souris dilué 1:2000 dans PBS(Phosphate Buffered Saline) et incuber les plaques couvertes à 4°C durant une nuit. Laver les plaques à l'eau distillée.

2. Ajouter 200 ul/puits du tampon de blocage et incuber pendant 1 heure dans une chambre humide à 37°C. Laver les plaques à l'eau distillée.

3. Ajouter 100 ul de l'Ag de VFVR et Ag de contrôle dilué 1 :400 dans un tampon de dilution aux lignes A-D 1-12 et aux lignes E-H 1-12, respectivement et incuber pendant 1 heure dans une chambre humide à 37°C. Laver les plaques.

4. Ajouter 100 ul du sérum de test et de contrôle dilués 1 :400 dans un tampon de dilution dans des puits et incuber pendant 1 heure dans une chambre humide à 37°C. laver les plaques. Ajouter 100 ul/puits de conjugué anti-bovine IgG HRPO(Ezyme Horseradish Peroxydase) dilué 1 :1000 dans un tampon de dilution et incuber pendant 1 heure dans une chambre humide à 37°C. Laver les plaques à l'eau distillée 6 fois.

5. Ajouter 100 ul d'ABTS/puits. Laisser les plaques pendant 30 minutes à la température ambiante (22-25°C) dans le sombre, ajouter 100 ul de solution d'arrêt 1x concentré SDS et lire la densité optique à 405 nm.

Le pourcentage positif (PP) du C+, du C- et du sérum à tester a été calculé par la formule ci-dessous et l'interprétation des résultats suivant le tableau II.2.

Ce protocole d'interprétation offre un niveau de confiance de 99% de tous les résultats de tests en dehors du groupe suspect.

Pour les bovins, la valeur comprise entre 4.0 - 10.0 doit être considéré suspect et la valeur supérieure à 10 est un cas positif.

II.2.2.2 - Kit ELISA indirect IgM, IgG ruminants - OVI

Procédure

La concentration optimale des réactifs et des dilutions, la sélection des plaques immunisées et le protocole des paramètres des IgG et IgMI-ELISA est déterminées par le biais de procédures standards de titrage en damier (CROWTHER, 1995).

1. Les plaques immunisées (Maxisorb, Nunc, Denmark) sont couvertes avec la souche rNVFVR dilué 1:500 pour les IgM et 1:2000 pour les IgG I-ELISA dans un tampon de carbonate-bicarbonate de pH=9.6 et incuber pendant une nuit à 4°C. Laver 3 fois avec le tampon de lavage composé de PBS à pH7.2 et entre 0.1 - 20%.

2. Les plaques sont bloquées avec 200 ul du lait en poudre sans matières grasses de 10% (`Elite', Clover SA, Pty, Ltd.) dans le PBS et incuber dans une chambre humide pendant 1 heure à 37°C , les laver comme indiqué ci-haut.

3. Les sérums de test et de contrôle sont dilués 1:400 dans PBS contenant 2% de poudre de lait (tampon de dilution) et 100 ul sont ajoutés sur les plaques. Chaque sérum de test est testé deux fois et les sérums de contrôle et du conjugué sont testés quatre fois. Après l'incubation dans une chambre humide durant 1 heure à 37°C, les plaques sont lavées 3 fois avec le tampon de lavage.

4. Ajouter 100 ul de HRPOdes conjugués anti-species IgM et IgG respectivement dans :

§ chèvre anti-humaine u-chain des IgM (ICN pharmaceuticals) dilués 1:500,

§ chèvre anti-humaine IgG (H+L chain) (Zymed Laboratories, Inc.) dilués 1 :5000,

§ antisérum lapin dans u chain des IgM mouton (ICN Pharmaceuticals, Inc.) dilué 1 :500, et

5. 100 ul du substrat d'Acide Sulfonique 2,2'-azinodiethylbenzothiazoline (ABTS) est ajouté dans chaque cupule. Les plaques sont ainsi incubées à l'obscurité à la température ambiante pour 30 minutes maximum.

6. Les réactions sont stoppées par l'addition de 100 ul de 1% de sulfate de sodium dodecyl (SDS) et la densité optique (OD) est lire à 405 nm.

Les résultats sont exprimés par le pourcentage du sérum de contrôle High - positive (PP) en utilisant la formule :

[(OD moyenne du sérum de test dupliqué/ OD moyenne du contrôle positif)] x 100.

CHAPITRE III.

III.1 RESULTATS

Les résultats des investigations sont présentés en deux points qui traitent respectivement de la nécropsie et de la prévalence de la maladie ainsi que de son caractère original.

III.1.1 Lésion macroscopique

Fig. III.1: Foie d'un foetus de Bovin avorté montrant des larges foyers nécrosés.

Les examens post mortem, réalisés sur les carcasses suspectes ainsi que sur les avortons, ont permis de déceler les lésions de nécrose hépatiqueet les foyers congestivo - hémorragiques, éléments majeurs du tableau lésionnel de la Fièvre de la Vallée du Rift chez les ruminants (Fig. III.1).

III.1.2 Statut sérologique des animaux testés pour l'infection au VFVR

Fig. III.2 : Prévalence apparente globale de l'infection dans la zone étudiéeKit IgG et IgM fourni (OVI).

251662848Les résultats de la figure III.2sur le statut sérologique de l'échantillonnage, résultats interprétés selon le tableau III.1 en annexe,révèlent que 40% de sang des animaux examinés ont répondu aux anticorps IgG et IgM. Il s'agit d'une réponse de l'organisme face à une infection vieille et récente au VFVR.

Fig. III.3 : Résultat sérologique Kit ELISA IgG bovin (BDSL) selon la race : le zébu semble être moins susceptible par rapport à l'Africander.

Les résultats obtenus avec le kit ELISA indirect IgG bovin consignés dans la figure III.3 et comparés aux données du Tableau III.2 en annexemontrent que :

§ le BDSL met en évidence l'allure de l'infection dans le cheptel au fil du temps ;

§ l'ancienneté de celle-ci traduite par la présence des IgG dans le troupeau et

§ le taux d'infection par rapport au nombre testé dans chaque catégorie (par rapport aux races exploitées)se manifeste comme suit : 34 % des Africander et 24% des Zébu.

Fig. III.4 : Résultat sérologique Kit ELISA IgG et IgM (OVI) par race le Zébu semble très susceptible.

Les résultats obtenus avec le kit ELISA indirect ruminants IgG et IgM représentés dans la figure III.4 et comparés avec les données du tableau III.3 en annexemontrent que la race Zébu est plus susceptible avec 76 % des sujets infectés contre 44 % chez les Africander.

Les résultats sérologiquesobtenus avec le Kit ELISA IgG et IgM (OVI) par âge, représentés dans la figure III.6 et comparés aux données du tableau III.5 en annexe montrent que les sujets entre 5 et 9 ans semblent être les plus exposés.

Une autre donnée intéressante qui ressort de cette étude est quepar rapport à la tranche d'âge, l'infection touche plus les sujets dont l'âge varie entre 4 et 10 ans semblent être les plus exposés (Fig.III.5, III.6 et III.7).

DISCUSSION ET CONCLUSION

Les lésions hépatiques ressorties dans la figure III.1 : foyers nécrotiques blanchâtres avec plaques de congestions hémorragiques irréguliers et la coloration brun- jaunâtre sont caractéristiques de cette maladie

De l'analyse de la figure III.2, qui est la situation immunologique générale de l'échantillon étudié, il se dégage une importante observation, en l'occurrence un pourcentage élevé de positifs : 40 %. Ce degré de positivité dénote une haute prévalence, point de départ des études plus fouillées sur la zone enquêtée, surtout par rapport à l'implication des humains, chez qui les IgM ont aussi détectés.

Ainsi, la détection des IgM en même temps qu'elle renseigne sur une infection active même récente, elle permet aussi de comprendre qu'il pourrait s'agir d'une réinfection, c'est-à-dire que quelque part dans cette zone enquêtée il existerait une source active qui ferait introduire des nouveaux virus venant ainsi se greffer sur une infection existante ce qui crée un phénomène de surinfection bien connu de nombreux épidémiologistes.

Pour cette source on pourrait incriminer la présence des vecteurs dont essentiellement les moustiques Aedes et ou Culex, ainsi que le réservoir que pourrait être la faune sauvage, ce qui pourrait faire penser à un cycle selvatique. La situation écologique des sites telle que décrite dans les généralités plaide en faveur d'un tel constat. La coexistence IgG et IgM est donc une preuve de réinfection décrite déjà par pas mal d'auteurs surtout en ce qui concerne les zones endémiques ; ce constat marie une situation classique décrite telle que décrite par le groupe AFSSA (Fig. III.1).

Quant au fort degré de prévalence par rapport aux sujets de 5 à 9 ans, il pourrait s'expliquer par le fait que dans pas mal d'exploitations bovines, c'est à cette tranche d'âge qu'appartiennent le gros du troupeau de reproduction, ces bêtes sont majoritaires dans le troupeau, de même que lors des prélèvements faits au hasard pour divers études comme c'est notre cas. Un prélèvement des échantillons selon un système de stratification aurait pu mieux nous renseigner à propos. Une autre hypothèse aussi acceptable est qu'au de la de 9 ans, on se trouve devant des cas de reforme, en d'autres mots les bêtes de plus de 9 ans deviennent très rares, et à l'autre extrémité les tout jeunes animaux sont peu informatifs épidémiologique ment parlant et donc moins intéressants lors des prélèvements. Il ne reste dans l'exploitation que ces animaux de 5 à 9 ans comme sujets âgés, c'est-à-dire du fait de leur âge, ils ont été exposés aux piqûres des moustiques et donc au multi-challenge et donc trop sollicités et donc répondant presque en permanence aux multiples pénétrations, ce qui amplifierait leur immunité.

La prédominance d'une race par rapport à une au regard d'un test par rapport à un autre, on peut conclure qu'il s'agit d'une information sans valeur épidémiologique rassurante dans la mesure où il y a eu disparité dans le nombre des sujets testés, et qu'il y a différence des tests (tantôt IgG seul, tantôt IgG et IgM).

S'il faut parler des kits utilisés, il y a lieu de conclure qu'ils sont tous bons et de grande valeur, les résultats (prévalences) qu'ils ont générés : 36 et 32 % respectivement pour ne considérer que la détection des IgG, les font placer cote à cote, il s'agit d'une même marge s'il faut trancher en termes du coefficient de confidence. Nous pouvons quant à nous prendre le risque de les recommander aux autres enquêteurs ou diagnosticiens.

A l'issu de nos analyses réalisées au Laboratoire Vétérinaire de Kinshasa, un fait est vrai ; c'est que la Fièvre de la Vallée du Rift existe comme l'ont signalé WANEPOELR.S, COETZER J.A.W en 1994 ainsi que MULUMBA et al. En 1997 à l'état endémique en République Démocratique du Congo. La forte prévalence, 40% pour la zone enquêtée, associée aux cas cliniques tels que des avortements, aux lésions cliniques telles que l'hépatite nécrosante ainsi qu'aux réalités écologiques du coin font craindre une épidémie dormante.

Des enquêtes épidémiologiques similaires sont à encourager dans d'autres zones critiques. Et pour l'actuelle zone d'intérêt une surveillance active mieux structurée, impliquant le bétail, les vecteurs, la faune sans oublier les humains serait plus que souhaitée.

BIBLIOGRAPHIE ET WEBOGRAPHIE

3. CROWTHER J.R., 1995: ELISA theory and practice. In: Methods in Molecular Biology. Humana Press, Totowa, NJ.

4. DIALLO M., LOCHOUARN L., Ba K., SALL A.A., MONOLO M., GIRAULT, L. et al., 2000 : First isolation of the Rift Valley Fever Virus from Culexpoicilipes (Dipteral: Culicidae) in nature. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 62, (6), 702-704.

5. DIOP G., THIOGONE Y., THONNON J., FONTENILLE D., DIALLON M., SALL A et al., 1989 : The potential role of rodents in the enzootic cycle of Rift Valley Fever Virus in Senegal. Microbes and infection 2, (4), 343-346.

6. EVANS A., GAKUYA F., PAWESKA J. T., ROSTAL M., AKOOLO L., VAN VUREN P. J., MANYIBE T., MACHARIA J.M., KSIAZEK T.G., FEIKIN D.R., BREIMAN R. F. et KARIUKI NJENGA M.???????????

7. FONTENILLE D., TRAORE-LAMIZANA M., DIALLO M., THONNON J., DIGOUTTE J.P. etZELLER H.G., 1998 : New vectors of Rift Valley Fever in West Africa. Emerging Infectious Diseases 4, (2), 289-293.

8. FONTENILLE D., TRAORE-LAMIZANA M., ZELLER H., MONDO M., DIALLO M. et DIGOUTTE J.P., 1995 : Short report : Rift Valley Fever in Western Africa : Isolations from Aedesmosquitoes during an interepizootic period. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 52, (5), 403-404.

9. GILLAIN J., 1953 : Zootechnie Générale, Tome I, Ministère des colonies, Bruxelles.

12. KEVERS. G, 1950 : Contribution à l'étude Pédo-botanique de la Compagnie Pastorale du Haut-Lomami ; Bulletin Agricole du Congo Belge.

14. LOPEZ N., MULLER R., PREHAUD C. et BOULOY, M., 1995 : The protein of Rift Valley Fever Virus can rescue Viral ribonucleoproteins and transcrite synthetic genome like RNA molecules. Journal of Virology 69, (71, 3972-3979).

15. LUAMBA LNJ, 2008 : Entomologie médicale, à l'usage des étudiants en Sciences fondamentales et en Sciences de la Santé, Kinshasa, 74p.

17. MULUMBA-MFUMU L.K., MADIKA J. M., LOMBEB., MASSILONGO S., KATSHIAYI L., MADIDI A., TSHINGUTA C., 2007 : Rift Valley Fever epidemiology in the Democratic Republic of Congo: a field study about a suspect mild-infection in cattle in Northern Katanga.

18. NAU Jean-Yves, 2009 : Bulletin Epidémiologique hebdomadaire (BEH) de l'institut de veille sanitaire (InVS) in Le Monde.

19. OMS (2007), Outbreaks of Rift Valley Fever in Kenya, Somalia and United Republic of Tansania, December 2006- April 2007, Relevé épidémiologique hebdomadaire, Section d'hygiène du Secrétariat de la société des Nations = Weekly epidemiological record, Health Section of the Secretariat of the League of Nation 82, (2), 169-178.

20. SWANEPOEL R. et COETZER J. A.W., 1994 : Rift Valley fever : Infectious Diseases of Livestock: with special reference to Southern Africa. Edited by J.A.W. COETZER and al., Oxford University press, pp.688-718.

8.http://www3.ac-nancy-metz.fr/ien-bar/IMG/Image/momes69/insolites/le-moustique-38040.jpg

TABLE DES MATIERES

DEDICACE.......................................................................................

REMERCIEMENTS...............................................................................

LISTE DES ABREVIATIONS ET SYMBOLES.................................................

LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES...........................................................

RESUME...........................................................................................

SUMMARY........................................................................................
INTRODUCTION GENERALE................................................................

0.1 PROBLEMATIQUE........................................................................
0.2 HYPOTHESES DE RECHERCHE.........................................................
0.3 BUT ET OBJECTIFS DE L'ETUDE.........................................................

1° OBJECTIF GLOBAL...................................................................

2° OBJECTIFS SPECIFIQUES............................................................

0.4 CHOIX ET INTERET DU SUJET...........................................................
0.5 METHODOLOGIE.........................................................................

1° METHODES..............................................................................

2° TECHNIQUES...........................................................................

0.6 DELIMITATION SPATIALE ET TEMPORELLE........................................

0.7 SUBDIVISION DU TRAVAIL.............................................................

CHAPITRE I. APPROCHE CONCEPTUELLE ET REVUE DE LA LITTERATURE

SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT.................................

I.1 APPROCHE CONCEPTUELLE SUR LA FIEVRE DE LQ VALLEE DE RIFT......
I.2 REVUE DE LA LITTERATURE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT..........
I.3 Etiologie.....................................................................................
I.3.1 Morphologie, structure physico-chimique et réplication du virus...
I.3.2 Cycle viral................................................................................
I.3.3 Pouvoir pathogène...................................................................
I.3.4 Pouvoir antigène et immunogène..............................................
I.3.5 Résistance aux agents physiques et chimiques..............................
I.4 Epidémiologie.............................................................................
I.4.1 Epidémiologie moléculaire.......................................................
I.4.2 Epidémiologie descriptive.........................................................
I.4.3 Epidémiologie analytique..........................................................

I.4.3.1 Modes de transmission............................................................

a. Transmission vectorielle.......................................................

b. Transmission directe (aux humains essentiellement)...............

c. Vecteurs...........................................................................

d. Réservoirs...........................................................................

I.4.3.2 Répartition géographique.......................................................

I.5 Manifestations cliniques...............................................................
I.5.1 Chez les Ovins..........................................................................
I.5.2 Chez les Caprins.......................................................................
I.5.3 Chez les Bovins.........................................................................
I.5.4 Chez les Dromadaires...............................................................
I.5.5 Chez les Rongeurs......................................................................
I.5.6 Chez l'Homme........................................................................

I.6 Lésions.......................................................................................

I.7 Diagnostic...................................................................................

I.7.1 Diagnostic de terrain..................................................................
I.7.2 Diagnostic différentiel...............................................................
I.7.3 Diagnostic de laboratoire..........................................................

I.7.3.1 Histopathologie......................................................................
I.7.3.2 Isolement du virus..................................................................
I.7.3.3 Détection des antigènes.........................................................
I.7.3.4 Détection des anticorps..........................................................
I.7.3.5 Détection du matériel génétique viral.....................................

I.8Traitement..................................................................................
I.8.1 Traitement curatif......................................................................

I.8.2 Traitement prophylactique........................................................

a. Prophylaxie sanitaire...............................................................

b. Prophylaxie médicale............................................................

I.8.3 chez l'homme..........................................................................

CHAPITRE II. MILIEU, MATERIELS ET METHODES.......................................

II.1 MILIEU.........................................................................................
II.2 MATERIELS ET METHODES...............................................................
II.2.1 EQUIPEMENTS ET REACTIFS..........................................................
II.2.2 TESTS.......................................................................................

II.2.2.1 RVFELISA Kits, CATTLE IgG (Kit ELISA IgG bovine - BDSL).............
II.2.2.2 - Kit ELISA indirect IgM, IgG ruminants - OVI...........................

CHAPITRE III. RESULTATS ET INTERPRETATION.........................................

III.1 RESULTATS..................................................................................

III.1.1 Lésion macroscopique.............................................................

III.1.2 Statut sérologique des animaux testés par l'infection au VFVR....

DISCUSSION ET CONCLUSION GENERALE............................................

BIBLIOGRAPHIE ET WEBOGRAPHIE......................................................

ANNEXE : TABLEAUX DES DONNEES

i
ii
iv
v
vi
vii
1
1
5
6
6
6
6
7
8
8
9
9
10
10
15
16
17
18
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24
25
25
26
27
27
27
28
29
30
31
32
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34
34
35
35
36
39
40
40
41
42
43
43
44
44
44
45
45
45
45
45
45
47
47
50
52
52
52
54
56
56
56
57
62
66

			Négatif	Positif
Année de naissance	Age/an	Nombre		IgG	IgM	IgG + IgM	+ ve / âge
1996	11	1	1	0	0	0	0
1997	10	10	5	4	0	1	5
1998	9	100	63	35	1	1	37
1999	8	78	33	37	1	7	45
2000	7	26	16	9	1	0	10
2001	6	78	40	37	0	1	38
2003	4	54	48	6	0	0	6
2004	3	1	1	0	0	0	0
2005	2	1	1	0	0	0	0
2006	1	2	2	0	0	0	0
Total		351	210	128 (36%)	3 (0,85%)	10 (2,8%)	141
				141 / 351 = 40 %

selon la race. Le Zébu semble être moins susceptible par rapport à l'Africander.


Race	Nombre	IgG Négative	IgG Positive	% + ve
Africander	163	108	55	34%
Zébu	37	28	9	24%
Total	200	136	64	32%

		Négatif		Positif
Espèce	Nombre	IgG	IgM	IgG	IgM	% +ve
Africander	126	69	108	55	12	55 (44%)

Zébu	25	5	23	19	1	19 (76%)

Total	151	74	131	74	13	74


Année de naissance	Age/an	Nombre	IgG Négatif	IgG Positif	+ ve/ âge
1997	10	3	1	2	2
1998	9	81	54	27	27
1999	8	3	1	2	2
2000	7	9	7	2	2
2001	6	49	24	25	25
2003	4	53	47	6	6
2004	3	1	1	0	0
2006	1	1	1	0	0
Total		200	136	64	64
Prévalence	Apparente		64 / 200		32 %

			Négatif		Positif
Année de naissance	Age/an	Nombre	IgG	IgM	IgG	IgM	% +if
1996	11	1	1	1	0	0	0
1997	10	7	4	5	3	1	3
1998	9	19	9	16	9	2	9
1999	8	75	32	63	42	8	42
2000	7	17	9	15	7	1	7
2001	6	29	16	28	13	1	13
2003	4	1	1	1	0	0	0
2005	2	1	1	1	0	0	0
2006	1	1	1	1	0	0	0
Total		151	74	131	74	13	74

La fièvre de la vallée du rift en république démocratique du Congo. "Occurrence et étude des cas chez les bovins dans le nord de la province du Katanga "

DEDICACE

REMERCIEMENTS

LISTE DES ABREVIATIONS ET SYMBOLES :

LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES

Codage des segments L, M et S de l'ARN du Bunyavirus.

RESUME

SUMMARY

0. INTRODUCTION

0.1 PROBLEMATIQUE

0.2 HYPOTHESES DE RECHERCHE

0.3 BUT ET OBJECTIFS DE L'ETUDE

2° OBJECTIFS SPECIFIQUES

0.4 CHOIX ET INTERET DU SUJET

0.5 METHODOLOGIE

2° TECHNIQUES

0.6 DELIMITATION SPATIO-TEMPORELLE

0.7 DIVISIONS DU TRAVAIL

CHAPITRE I.

REVUE DE LA LITTERATURE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

I.1 APPROCHE CONCEPTUELLE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

I.2 REVUE DE LA LITTERATURE SUR LA FIEVRE DE LA VALLEE DU RIFT

I.3 Etiologie

( http://fr.wikipedia.org/wiki/Fi%C3%A8vre_de_la_vall%C3%A9e_du_Rift)

I.3.1 Morphologie, structure physico-chimique et réplication du virus

a. Morphologie

b. Structure physico-chimique

( http://www.john-libbey-eurotext.fr/fr/revues/bio_rech/vir/e-docs / 00/ 03/ F8/ 4E/ article.phtml?fichier=images.htm)

c. Réplication du virus

I.3.2 Cycle viral

I.3.3 Pouvoir pathogène

I.3.4 Pouvoir antigène et immunogène

I.3.5 Résistance aux agents physiques et chimiques

I.4 Epidémiologie

I.4.1 Epidémiologie moléculaire

I.4.2 Epidémiologie descriptive

I.4.3 Epidémiologie analytique

I.4.3.1 Modes de transmission

Fig. I.4 : Cycle de transmission de la Fièvre de la Vallée de Rift.

I.4.3.2 Répartition géographique

I.5 Manifestations cliniques

I.5.1 Chez les Ovins

I.5.2 Chez les Caprins

I.5.3 Chez les Bovins

I.5.4 Chez les Dromadaires

I.5.5 Chez les Rongeurs

I.5.6 Chez l'Homme

I.6 LESIONS

I.7 DIAGNOSTIC

I.7.1 Diagnostic de terrain

I.7.2 Diagnostic différentiel

I.7.3 Diagnostic de laboratoire

I.7.3.1 Histopathologie

I.7.3.2 Isolement du virus

I.7.3.3 Détection des antigènes

I.7.3.4 Détection des anticorps

I.7.3.5 Détection du matériel génétique viral

I.8 TRAITEMENT

I.8.1 Traitement curatif

I.8.2 Traitement prophylactique

a. Prophylaxie sanitaire

b. Prophylaxie médicale

I.8.3 chez l'homme

CHAPITRE II

MILIEU, MATERIELS ET METHODES

II.1 MILIEU

a. Laboratoire de recherche

b. Description du terrain : Nord de la province du Katanga

II.2 MATERIELS ET METHODES

II.2.1 EQUIPEMENTS ET REACTIFS

II.2.2 TESTS

II.2.2.1 RVFELISA Kits, CATTLE IgG (Kit ELISA IgG bovine - BDSL)

Procédure

II.2.2.2 - Kit ELISA indirect IgM, IgG ruminants - OVI

Procédure

CHAPITRE III.

III.1 RESULTATS

III.1.1 Lésion macroscopique

III.1.2 Statut sérologique des animaux testés pour l'infection au VFVR

DISCUSSION ET CONCLUSION

SUMMARY........................................................................................
INTRODUCTION GENERALE................................................................

0.1 PROBLEMATIQUE........................................................................
0.2 HYPOTHESES DE RECHERCHE.........................................................
0.3 BUT ET OBJECTIFS DE L'ETUDE.........................................................

0.4 CHOIX ET INTERET DU SUJET...........................................................
0.5 METHODOLOGIE.........................................................................

I.7.1 Diagnostic de terrain..................................................................
I.7.2 Diagnostic différentiel...............................................................
I.7.3 Diagnostic de laboratoire..........................................................

I.8Traitement..................................................................................
I.8.1 Traitement curatif......................................................................

II.2.2.1 RVFELISA Kits, CATTLE IgG (Kit ELISA IgG bovine - BDSL).............
II.2.2.2 - Kit ELISA indirect IgM, IgG ruminants - OVI...........................

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