Séroprévalence de la trichinellose dans la région de Tlemcen (Algérie )

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MinistIre de l'enseignement supérieur et de la recherche scientifique Université d'Alger

Faculté de Médecine

Département de Pharmacie

Mémoire de fin d'étude de résidanat

en parasitologie-mycologie médicales

Séroprévalence de la Trichineiose dans

la région de Tlemcen

Sebbagh Ibtissem

Mémoire soutenu le 11 Juillet 2012 au laboratoire de parasitologiemycologie médicales de la faculté centrale d'Alger

Directrice de mémoire : Professeur Adjmi-Hamoudi Haiet

Remerciements

Avant tout, je tiens à remercier toutes les personnes qui m'ont aidé et soutenu dans la réalisation de cette étude.

Je remercie l'ensemble de mes enseignant(e)s de spécialité qui ont contribué à ma formation durant tout mon cursus de résidanat. Un immense MERCI à vous tous !!

En premier lieu, mes remerciements vont au Professeur Adjmi pour avoir consenti à m'initier à la recherche, en acceptant la direction de ce mémoire. Sa totale disponibilité, son sens élevé de la rigueur scientifique et son idéal de l'excellence ont largement contribué à la réalisation de ce travail.

Je remercie également le Professeur Hamrioui, sa passion pour la recherche et son amour du travail bien fait m'ont permis de viser haut et de m'accrocher.

Merci au Docteur Abdelouahed pour ses idées, ses encouragements, son aide durant toute l'année et sa supervision dans les analyses statistiques du présent travail.

Le support du personnel du laboratoire de parasitologie médicale de l'HCA était essentiel à la réalisation pratique de ce mémoire, un grand merci à Abdelkader, Souad, Toufik, particulièrement pour son humour spécial, que je n'oublierai jamais ; et à tous les autres.

Je suis reconnaissante à la population de Tlemcen, en particulier les patients qui ont participé à l'étude.

Merci au Professeur Benyoucef, au Professeur Berber, au Professeur Taouli, au Docteur Benabadji et au Docteur Ben Yahia, qui nous ont permis de recueillir les prélèvements de sang dans de bonnes conditions.

Un merci particulier à Mahieddine qui n'a jamais lésiné sur les moyens pour nous aider, et à toute l'équipe du CHU de Tlemcen pour sa franche collaboration.

Un immense MERCI à ma famille et en particulier à mes parents, à qui je dois et je dédie ce mémoire. Merci d'avoir été présents depuis le début et tout au long de mes études, méme si je sais que le départ pour Alger n'a pas été facile. J'espère que ce mémoire vous emplira de fierté et de bonheur, VOUS LE MERITEZ.

Papa, Maman, je vous aime.

Merci à mes petites soeurs, mes amours, je vous adore !!

Merci à ma Mamie, que dieu te garde pour nous le plus longtemps possible.

Merci à tous mes amis, de Tlemcen, d'Alger et d'ailleurs. Merci à mon petit rayon de soleil !!

Les mots me manquent pour exprimer tout ce que vous m'avez tous apporté, alors je vous dirai juste MILLE FOIS MERCI !!.

Lisle des figures:

Figure n°1: Morphologie de l'adulte male de Trichinella spiralis 19

Figure n°1bis: Morphologie de l'adulte femelle de Trichinella spiralis et de la larve nouveau-née 20

Figure n°2: Morphologie de la larve musculaire infestante de Trichinella spiralis.21

Figure n°3 : Larve de Trichinella encapsulée dans le tissu musculaire ...21

Figure n°4: Répartition géographique des espèces du genre Trichinella .22

Figure n°5 : Cycle parasitaire de Trichinella spiralis 31

Figure n°6 : Déroulement de la trichinellose chez l'Homme .33

Figure n°7 : Schéma d'une larve infestant une fibre musculaire .35

Figure n°8 : Formation de la cellule nourricière~~~~~~~~~~~~~...36

Figure n°9 : Schéma d'une larve de Trichinella spiralée dans la capsule de collagène et formation du réseau capillaire ...36
o

Figure n°10 : Larve non encapsulée et réaction inflammatoire musculaire

(quelques semaines après l'infection)...................39 o

Figure n°11 : OEdeme de la face et des paupieres chez une malade atteinte de trichinellose .42

Figure n°12: Résumé complet des principaux symptômes et signes cliniques, résultats de tests diagnostiques chez des patients souffrant de forme légère à sévère de trichinellose .43

Figure n°13: Tomodensitométrie cérébrale en coupe axiale transverse après injection d'iode par voie veineuse~~~~~~~~~~~~~~~~ 44

Figure n°14: Imagerie par résonance magnétique cérébrale 45

Figure n°15: Communes de la wilaya de Tlemcen .57

Figure n°16 : Larve de Trichinella en immunofluorescence indirecte 64

Figure n°17: Aspect d'immunoempreinte (Western Blot)~~~~~~~~~~..65 o

Figure n°18 : Etapes de la réalisation du test ELISA Trichinella IgG (EIA-3521) / IVD- BIO advance- DRG International, Inc. USA 86

Liste des tableaux:

Tableau n°I : Répartition des espèces et genotypes de Trichinellao00000024

Tableau n°II : Délai d'apparition et durée moyenne des différents symptômes liés à

la trichinellose000000000000000000000000000.41
Tableau n°III : Répartition des patients selon l'ge et le sexe~0000000...51

Tableau n°IV : Répartition des patients selon les communes 00000000 52 Tableau n°V : Répartition des patients selon les services du CHU de Tlemcen

pourvoyeurs des prélèvements sanguinso0000000000000000.53 Tableau n°VI : Résultats globaux des sérologies répartis selon le sexeo0000.69 Tableau n°VII: Distribution des fréquences de certaines variables dans la

population étudiée0000000000000000000000000...71

Tableau n°VIII : Distribution de la variable « consommation de viande bien ou peu

cuite » dans la population étudiéeo000000000000000000..72

Tableau n°IX : Distribution de la variable « consommation ou non de gibiers » dans

la population étudiée000000000000000000000000...72

Tableau n°X : Distribution de la variable « consommation ou non de viande

chevaline » dans la population étudiéeo0000000000000000...73

Tableau n°XI : Distribution de la variable « consommation ou non de viandes

inhabituelles » dans la population étudiéeo000000000000000.73

Tableau n°XII : Distribution de la variable « pratiques de chasse ou de trappe» dans

la population étudiée000000000000000000000000...74

Tableau n°XIII : Distribution de la variable « notion de voyage à l'étranger» dans la population étudiée0000000000000000000000000...74

Abréviations

ADN acide désoxyribonucléique

ARNm acide ribonucléique messager

Ag antigène

ALAT Alanine Amino Transférase

ASAT Aspartate Amino Transférase

ECG Electro Cardio Gramme

EDTA Acide Ethylène Diamine Tétraacétique

ELISA Enzym Linked Immuno Sorbant Assay

E/S excrétion-sécrétion

°C Degré Celsius

CCI Clinique de Chirurgie Infantile

CHU Centre Hospitalo-Universitaire

CPK Créatine PhosphoKinase

CRP Protéine C Réactive

CTS Centre de Transfusion Sanguine

DO Densité Optique

GALT Gut Associated Lymphoide Tissue

g/l Gramme/Litre

IFI ImmunoFluorescence Indirecte

IgA, IgE, IgG, IgM immunoglobulines A, E, G, M

IL Interleukine

IRM Imagerie par Résonance Magnétique

kDa kilodaltons

L1 larve de 1er stade de croissance

L2 larve de 2ème stade de croissance

L3 larve de 3ème stade de croissance

L4 larve de 4ème stade de croissance

L1M trichine de stade larvaire L1 musculaire

L1NN trichine de stade larvaire L1 nouveau-né

LDH Lactate Déshydrogénase

ìm micromètre

ml millilitre

ìl microlitre

N° Numéro

nm nanomètre

ORL Oto-Rhino-Laryngologie

OTR Orthopédie et Traumatologie

pb paire de base

PBS phosphate buffer saline

PCR Polymerase Chain Reaction

TDM Tomodensitométrie

Th1/Th2 Lymphocyte T Helper 1/2

TMB TétraMéthylBenzidine

TSL-1 Antigène du groupe 1 de stade larvaire de T. spiralis

T.T1 Trichinella spiralis

T.T2 Trichinella nativa

T.T3 Trichinella ^britoviT.T4 Trichinella pseudospiralis

T.T5 Trichinella ^murrelliT.T6, T8, T9 et T12 Trichinella T6, T8, T9 et T12

T.T7 Trichinella ^nelsoniT.T10 Trichinella papuae

T.T11 Trichinella zimbabwensis

UI/L Unité internationale/Litre

UMC Urgences Médico-chirurgicales

UV ultra violets

VIH Virus de l'Immunodéficience Humaine

Table des matières

Chapitre I : partie théorique

Remerciements 1

Liste des figures 3

Liste des tableaux 4

Abréviations 5

Introduction 13

Problématique 14

Historique 16

1. Epidémiologie 17

1- 1. Agents pathogènes 17

1- 1. 1. Taxonomie 17

1- 1. 2. Morphologie 18

1- 2. Répartition géographique des espèces et génotypes de Trichinella 22

1- 3. Cycle évolutif 31

2. Pathogénie - Déroulement de la parasitose chez l'homme 33

2- 1. Pouvoir pathogène 33

2- 1. 1. Action pathogène des adultes 33

2- 1. 2. Action pathogène des larves 33

2- 2. Déroulement de la parasitose chez l'homme 33

2- 2. 1. Phase d'infestation 34

2- 2. 2. Phase de dissémination 34

2- 2. 3. Phase d'enkystement 34

2- 3. Durée de vie des trichines 37

3. Physiopathologie de la trichinellose 38

3- 1. Phase d'infestation et perturbations intestinales 38

3- 2. Phase de dissémination et migration larvaire 39

3- 3. Phase d'enkystement larvaire et conséquences musculaires 40

4. Clinique 41

4- 1. Symptomatologie 41

4- 1. 1. Incubation 41

4- 1. 2. Phase intestinale 41

4- 1. 3. Phase de dissémination et d'installation des larves dans les muscles 41

4- 1. 4. Période d'état 42

4- 1. 5. Evolution 43

4- 2. Complications 44

4- 3. Clinique chez la femme enceinte 45

4- 4. Clinique chez l'enfant 46

4- 5. Clinique chez l'immunodéprimé 46

5. Diagnostic 47

5- 1. Arguments d'orientation 47

5- 2. Diagnostic indirect 47

5- 3. Diagnostic direct de certitude 47

6. Traitement 48

7. Prophylaxie individuelle 49

Chapitre II : partie pratique

1. Matériel et méthodes 51

1- 1. Matériel humain 51

1- 2. Matériel de laboratoire 54

1- 2. 1. Appareillage 54

1- 2. 2. Matériel consommable 54

1- 2. 3. Solutions et réactifs 54

1- 3. Méthodes 56

1- 3. 1. Devis d'étude, échantillonnage et transport des prélèvements 56

1- 3. 2. Origine géographique de l'échantillon investigué 56

1- 3. 3. Collecte des données 60

1- 3. 4. Questionnaire / Renseignements 60

2. Diagnostic 61

2- 1. Diagnostic d'orientation 61

2- 2. Diagnostic sérologique 62

2- 3. Diagnostic parasitologique de certitude 66

2- 4. Diagnostic différentiel 67

2- 5. Confirmation de cas 67

3. Résultats 69

3- 1. Résultats des sérologies anti-Trichinella de l'échantillon étudié 69

3- 2. Revue des dossiers médicaux 70

3- 3. Résultats des examens biologiques réalisés 71

3- 4. Distribution des variables 71

3- 4. 1. Influence de la variable consommation de viandes bien ou peu cuites 72

3- 4. 2. Influence de la variable consommation ou non de gibiers 72

3- 4. 3. Influence de la variable consommation ou non de viande chevaline 73

3- 4. 4. Influence de la variable consommation ou non de viandes inhabituelles 73

3- 4. 5. Influence de la variable pratiques de chasse ou de trappe 74

3- 4. 6. Influence de la variable notion de voyage à l'étranger 74

4. Discussion 75

Conclusion 79

Bibliographie 88

RESUME 98

Introduction:

La trichinellose est une zoonose cosmopolite, due à un petit nématode du genre Trichinella.

Elle est transmise à l'homme par ingestion de viande parasitée contenant la larve enkystée.

La parasitose est représentée par deux formes cliniques :

- Une forme toxi-infectieuse intestinale aigue due aux vers adultes,

- Suivie rapidement d'une forme chronique résultant de l'évolution des larves dans les muscles striés.

Dans notre pays peu de cas sont rapportés. Nous avons jugés utile de rechercher une éventuelle contamination dans la région de Tlemcen.

Problématique :

A partir du XXe siècle, on assiste à une augmentation du nombre de cas mondiaux, en effet, la trichinellose sévit sur toute la planète de façon endémique dans certaines régions, sous forme de petites épidémies familiales chez les consommateurs de sangliers ou de porcs d'élevages familiaux, mais également sous forme d'épidémies de plusieurs centaines de cas (De Bruyne A., 2006).

La trichinellose humaine a été documentée dans 55 pays dans le monde, son incidence moyenne annuelle est probablement proche de dix mille cas mondiaux avec un taux de mortalité d'environ 0,2 %, mais le nombre de cas est probablement sous-estimé dans de nombreux pays en raison de l'absence de tests sérologiques et de la méconnaissance de la parasitose par les médecins (Pozio E., 2007).

En Europe, (De Bruyne A., 2006), les épidémies de trichinellose ont connu une réelle recrudescence, dans les années 1980-2000, ce qui était à l'origine de plusieurs centaines de cas principalement dans des zones urbaines et impliquant, pour certaines d'entre elles, le cheval comme source de contamination.

C'est ainsi qu'en France, depuis 1976, huit épidémies touchant plus de 2 000 personnes étaient dues à la consommation de viande chevaline trichinée.

Cette parasitose, qui semblait avoir disparu dans les pays de haut niveau de protection sanitaire, est redevenue une préoccupation de santé publique tant dans le domaine médical que vétérinaire.

Depuis le début des années 2000, la France a de ce fait, considérablement renforcé son système de prévention au niveau des abattoirs et s'est dotée depuis 2002 d'un Centre national de référence des Trichinella (CNR des Trichinella, Paris).

En 2007, Edouardo Pozio, déclara que parmi 53 pays Africains, la trichinellose a été documentée dans sept pays, mais dans la majorité des cas, la parasitose touchait les touristes et une minorité des natifs autochtones, car ne consommant pas de viande crue ou celle de certaines espèces animales.

En Algérie, (Pozio E., 2007), la trichinellose a été documentée au moins au cours de six épidémies, chez environ 50 expatriés Français.

Il y avait six foyers associés à la consommation de porc domestique (Sus scrofa domesticus) et de sangliers (Sus scrofa).

En 2004, un cas a été diagnostiqué chez un algérien (N'gaous), suite à la consommation de viande de chacal (Canis aureus), l'identification moléculaire par amplification génique multiplex, effectuée par le Centre international de référence des Trichinella (Rome, Italie) à partir d'une larve isolée par biopsie musculaire, l'a désignée comme appartenant à l'espèce Trichinella britovi (Nezri et al, 2006).

Dans la plupart des cas décrits de trichinellose, le diagnostic est retenu sur la base de plusieurs critères cliniques et biologiques (De Bruyne A., 2006).

Nous avons donc ciblé une population globale, chez qui nous avons tenté de réunir le plus d'informations pour nous rapprocher des définitions référentielles.

Le diagnostic de laboratoire est réalisé par la technique ELISA.

Notre étude a concerné une cohorte de 1212 patients. Elle s'est déroulée sur un semestre, à partir de Décembre 2011.

Nos objectifs sont :

· Déterminer la séroprévalence des anticorps anti-Trichinella,

· Faire le diagnostic de la parasitose, en associant les critères référentiels plus les facteurs de risque.

Historique:

La description de Trichinella spiralis et la découverte de son cycle parasitaire remontent au XIXe siècle; Tiedemann, fût le premier anatomiste qui, en 1822, a remarqué la présence de « petits corps », qui furent baptisés quelques années plus tard trichines (Klenner F. R., 1954 ; Neghina R., et al, 2012 ; Sattmann H., 2005).

Peacock, en 1828, découvre des larves enkystées dans les muscles de patients autopsiés (Pannozzo A. N., et al, 1965 ; Touratier L.,et al, 1998), un spécimen de la trichine préparé par Peacock est conservé au musée de l'hôpital de Guy à Londres (Drake E. H.,et al, 1935).

Hilton, en 1833, signala la présence de larves enkystées (Howard H. S., 1964 ; Touratier L., et al, 1998).

James Paget 21 ans, jeune étudiant en première année de médecine à l'hôpital Saint Bartholomew de Londres découvre en 1835, au cours d'une séance de dissection des petits grains blancs dans le diaphragme d'un cadavre. Il décide de les étudier au microscope et observe alors des vers encapsulés à l'intérieur des muscles.

Richard Owen publia la même année la description du parasite comme une nouvelle espèce qu'il nomme Trichina spiralis (Despommier D.D., 2000).

En 1846, l'anatomiste Leidy, aux Etats-Unis (Philadelphie), observe des kystes contenant des larves de trichine dans de la viande de porc.

En 1859, en Allemagne, Rudolf Virchow décrit les adultes, et c'est en 1860 que des expérimentations mettent en évidence la pathogénéïcité et le pouvoir létal du parasite ainsi que la transmission de la maladie à l'homme par ingestion de viande de porc contaminée (De Bruyne A., 2006).

Les signes cliniques de la trichinellose sont alors connus ce qui permet de décrire de nombreux cas aux Etats-Unis, en Irlande, en Grande Bretagne et en Allemagne. A la fin du XIXe siècle de fréquentes contaminations humaines incriminant des viandes américaines sont constatées en France déclenchant une intensification des contrôles par trichinoscopie.

En 1896, Alcide Railliet, constatant que le nom de Trichina était déjà attribué à un genre d'insecte, proposa le nom de Trichinella.

La découverte la plus ancienne de capsules de Trichinella remonte à 1200 ans avant JC, et fut faite rétrospectivement en 1974 dans le muscle intercostal d'une momie égyptienne de 3200 ans (Millet et al. 1980).

1. Epidémiologie :

1- 1. Agents pathogènes:

1- 1. 1. Taxonomie:

Dans la classification conventionnelle du Règne Animal, les trichines étaient classées comme suit (Ripert C., 1998) :

Phylum : Némathelminthes

Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)

Sous classe : Adenophorea (Aphasmidia)

Ordre : Enoplida (Chitwood, 1933)

Super famille : Trichinelloidea (Hall, 1916)

Famille : Trichinellidea (Raillet, 1916)

Genre : Trichinella (Owen, 1835)

Espèce type : Trichinella spiralis (Railliet, 1895)

Dans la dernière classification du Règne Animal (Hodda M. ; 2011), on admet que les trichines appartiennent au:

Phylum : Nematoda (Cobb, 1932)

Classe : Dorylaimea (Hodda, 2007)

Sous classe : Trichocephalia (Hodda, 2007)

Super ordre : Trichocephalica (Hodda, 2007)

Ordre : Trichocephalida (Spasski, 1954)

Sous ordre : Trichinellina (Hodda, 2007)

Super famille : Trichinelloidea (Ward, 1907)

Famille : Trichinellidea (Ward, 1907)

Genre : Trichinella (Railliet, 1896)

Espèce type : Trichinella spiralis (Railliet, 1896)

En raison de l'absence de critères morphologiques distinctifs, il a longtemps été suggéré que T. spiralis était la seule espèce du genre.

Dans les années 70, des expériences de croisement entre des isolats d'origines géographiques différentes et la présence ou l'absence de capsule autour des larves musculaires avaient permis de différencier en sus de T. spiralis spiralis dans les zones

tempérées, T. spiralis nativa dans les zones arctiques, T. spiralis nelsoni dans les zones tropicales et T. pseudo-spiralis (non encapsulée) (De Bruyne A., 2006).

A l'heure actuelle, des techniques moléculaires ont permis d'établir que le genre Trichinella comporte deux groupes, un représenté par les formes encapsulées constitué de 5 espèces et 4 génotypes et un autre représenté par les formes non encapsulées constitué de 3 espèces.

Ces espèces et génotypes sont numérotés de T1 à T12 (Pozio et al. 2009).

1- 1. 2. Morphologie:

(Chassaing J., P., 2001 ; Poirrier M., 2010 ; Pozio E., 2007; Ripert C., 2007 ; In : Poirrier M., 2010)

Les espèces du genre Trichinella sont des vers dont la section est cylindrique (nématodes), vivipares, à sexes séparés et qui passent successivement par deux phases, adulte et larvaire.

1- 1. 2. 1. Adulte:

La trichine est un petit ver blanc submicroscopique, allongé et cylindrique. Il est effilé aux deux extrémités et à peine visible à l'oeil nu. Les mâles mesurent 1,5 mm de long sur 30 ìm de diamètre et les femelles longues de 3 à 4 mm ont un diamètre de 60 ìm. La taille peut varier selon l'importance de l'infestation; en effet, plus elle sera importante, plus petit sera le ver.

La partie antérieure du corps contenant le tube digestif est plus fine que la partie postérieure contenant l'appareil génital. Le corps est recouvert d'une mince cuticule chitineuse striée.

Les détails de la microscopie électronique sont rapportés dans les schémas des figures (de droite) n°1a, n°1b et n°2.

Les deux sexes présentent une extrémité antérieure étroite, qui comporte un orifice buccal simple, muni d'un petit stylet et s'ouvrant dans un long oesophage tubulaire s'étendant sur environ la moitié du corps chez le male, et qui est entouré de cellules empilées sur un rang (les stichocytes), et caractéristiques de la famille des Trichinellidae. Ces stichocytes forment le stichosome, responsable de la sécrétion de substances antigéniques. A la suite de l'oesophage, il y a une glande intestinale où abouche l'intestin moyen puis un intestin postérieur s'abouchant dans le cloaque.

Le système nerveux est composé d'un anneau céphalique et de quatre nerfs principaux cardinaux.

Le mâle, monorchide, présente une extrémité postérieure occupée presque exclusivement par un volumineux testicule unique, auquel fait suite un canal déférent et une vésicule séminale, celle-ci s'ouvre sur le cloaque. L'appareil copulateur est constitué de deux petits appendices copulateurs coniques visibles sur la figure n°1a.

Figure n° 1: Morphologie de 4'/du4teIPk4eIde Trichinella spiralis.
(Villela J.B., 1970 ; In : Chassaing J., P., 2001 )

L'appareil reproducteur de la femelle est constitué d'un seul ovaire, d'un oviducte, d'un utérus et d'une vulve s'ouvrant juste en arrière du stichosome.

La femelle vivipare donne naissance à des larves nouveau-nées comme le montre la figure n°1b.

Elle pond entre 500 à 2000 larves par jour.

Les oeufs intra-utérins sont sphériques (30 à 40 ìm de diamètre) avec une membrane vitelline très fine et sans vraie coque.

Les embryons cylindriques, se développent in utero et se débarrassent de la membrane vitelline qui les entoure. Ils mesurent 100 à 160 ìm de long sur 9 ìm de large.

Figure n° 1bis : Morphologie de l'adulte femelle de Trichinella spiralis et de la
larve nouveau-née.
(Villela J.B., 1970 ; In : Chassaing J., P., 2001 )

1- 1. 2. 2. Stades larvaires:

-La larve nouveau-née : Ln-n, mesure de 100 à 160 ìm de long pour 9 ìm de diamètre, elle présente un stylet à la partie antérieure de l'oesophage (figure n°1b).

-La larve musculaire ou infestante : L1, rosée, mesure 1mm de long et 30 ìm de diamètre et est encapsulée dans le muscle.

Elle a perdu le stylet buccal mais le tractus digestif est complet.

Le stichosome formé de 50-55 stichocytes occupe la moitié antérieure du corps et présente des propriétés antigéniques.

L'appareil reproducteur est présent sous la forme d'une ébauche indifférenciée mais permettant néanmoins de distinguer le mâle (ébauche génitale émoussée et rectum long) de la femelle (ébauche génitale pointue et rectum court) (Figure n°2).

b oes ---bulbe de l'oesophage c----cuticule

eg ébauche génitale gi---glande intestinale

im intestin moyen ip---intestin postérieur

st stichocytes

Figure n° 2. Morphologie de la larve musculaire infestante de Trichinella spiralis.
(Villela J.B., 1970 ; In : Chassaing J., P., 2001 )

La larve s'enroule ensuite sur elle-méme et il y a alors formation d'une capsule l'entourant qui permet sa survie dans le muscle (Figure n°3). L'évolution est alors interrompue jusqu'à l'ingestion du muscle parasité par un autre individu réceptif.

Figure n°3. Larve de Trichinella encapsulée dans le tissu musculaire.

1- 2. Répartition géographique des espèces et génotypes de Trichinella: (De Bruyne A., 2006)

Des méta-analyses ont permis depuis les années 1970 de définir des souches biologiquement et géographiquement distinctes de l'espèce originale Trichinella spiralis : T1 découverte par Railliet en 1896.

Les critères qui ont suscité le reclassement des espèces de Trichinella se basaient sur des caractères biologiques: différences dans le pouvoir infectieux vis-à-vis des hôtes éventuels, spécificité de leur répartition géographique ainsi que la présence ou l'absence de capsules entourant les larves dans les tissus infestés.

Ainsi, deux nouvelles sous-espèces et une nouvelle espèce avaient alors été identifiées: T. nativa : T2 (zone arctique), T. nelsoni : T7 (zone tropicale) et T. pseudospiralis : T4 (non encapsulée) en 1972. Mais les faibles différences

morphologiques et la répartition cosmopolite des parasites rendaient les critères d'identification usuels insuffisants (Figure n°4).

Figure n°4: Répartition géographique des espèces du genre Trichinella.
(De Bruyne A., 2006)

Des méthodes enzymatiques se basant sur les activités fumarate réductase, succinate déshydrogénase et malate déshydrogénase ont permis de mettre en évidence les différences entre les espèces et les sous-espèces.

Ces travaux ont conduit à une nouvelle classification en huit génotypes distincts : les quatre espèces initiales (soit T1, T2, T7 et T4), une nouvelle espèce : T. britovi T3, et trois autres populations T5, T6, T8 (La Rosa G. et al., 1992 ; Pozio E., 1992).

En 1999, les méthodes de biologie moléculaire ont permis de caractériser une autre population parasitaire : T9 (Nagano I. et al., 1999).

Deux nouvelles espèces non encapsulées, T. papuae : T.10 et T. zimbabwensis : T.11 ont été décrites respectivement en 1999 et 2002 (Pozio E. et al., 2002) et T5 renommée en 2000 T. murelli (Pozio E., La Rosa G., 2000) (Figure n°4).

En Argentine, une nouvelle population semble avoir été découverte ; il s'agit de T12. Parmi ces espèces, six ont été isolées chez l'homme.

Le tableau ci-dessous (Tableau n°I) résume l'état actuel de la classification : le genre Trichinella est classé en huit espèces et quatre génotypes additionnels (T6, T8, T9 et T12).

Tableau n°1: Re'partition des especes et genotypes de Trichinella. (d'apres Ripert C., 2007)

Une nouvelle classification a vu le jour (Pozio E., Murrell D., 2006). Celle-ci est basée sur l'aptitude de la larve à s'encapsuler ou non, ce qui a aboutit à la dichotomie suivante : les espèces encapsulées (uniquement chez les mammifères) et les espèces non encapsulées (chez les mammifères, les oiseaux et les reptiles).

Les espèces encapsulées sont décrites ainsi : - Trichinella spiralis (Railliet, 1896) : T1

C'est la première trichine découverte et la plus étudiée, du faite de son importance en santé humaine et de son utilisation comme modèle pour les enquêtes au cours des recherches biologiques de base, ceci est en grande partie attribuable à sa fréquence relativement élevée, à la fois, chez les animaux domestiques et sauvages et à sa forte infectiosité pour les animaux de laboratoire.

La diffusion du parasite et de ses hôtes a été particulièrement facilitée par la colonisation européenne du Nord, l'Amérique centrale et celle du Sud, la NouvelleZélande, Hawaï, et l'Egypte à partir du 16 au 20 e siècle. Sa faible résistance aux basses températures de l'environnement peut avoir inhibé sa propagation parmi les animaux vivant dans des zones glaciales.

Trichinella spiralis a été identifiée dans des isolats provenant de porcs domestiques, de sangliers (Boadella M., et al ; 2012), de chevaux domestiques, de rats synanthropes et à partir d'isolats provenant de tatous synanthropes (Chaetophractus villosus) (Pozio et Murrell, 2006), ainsi qu'à partir de chiens (Sandoval L. O. F., et al ; 2012).

Dans de nombreuses régions du monde, cette espèce a été transmise à certains animaux de la faune qui sont devenus hôtes du parasite (p. ex les blaireaux [Meles meles], les renards [Pseudolopex gracilis, Urocyon cinereoargentatus, Vulpes vulpes], les loups [Canis lupus], les ours noirs et bruns [Ursus americanus et Ursus arctos], les lions de montagne [Puma concolor], le lynx roux [Lynx rufus], ainsi qu'aux chiens raton laveur [Nyctereutes procyonoides]) du fait de l'exposition à des dépotoirs, ou la recherche de nourriture près des lieux de vie des hommes, à partir des restes de viande de porc et d'abats ou provenant d'animaux abattus qui ont été dispersés dans la nature (Pozio et Murrell, 2006).

Dans certains pays d'Amérique, d'Europe et d'Asie, T. spiralis est aussi un parasite de la faune maintenu dans la nature par un cycle sylvatique (Pozio et Zarlenga, 2005).

Cette espèce est l'agent étiologique de la plupart des trichinelloses humaines et est responsable de nombreux décès dans le monde.

- Trichinella nativa (Britov et Boev, 1972) : T2

Cette espèce est connue pour résister au gel de l'Arctique, elle est très répandue au sein de la faune des régions arctique et subarctique d'Amérique, d'Europe et d'Asie.

La limite sud de sa distribution a été identifiée entre les isothermes -5 ° C à -4 ° C en Janvier (Pozio et Zarlenga, 2005).

Les principales caractéristiques biologiques de T. nativa sont un indice de faible capacité reproductive chez les rongeurs de laboratoire et chez le porc domestique et sauvage ainsi qu'une grande résistance à la congélation dans les muscles de carnivores (Pozio et Murrell, 2006).

Les hôtes communs sont des carnivores terrestres et marins vivant dans les régions arctiques et subarctiques (plusieurs espèces de mustélidés [Martes pennant, Martes martes, Martes zibellina, Meles metes, Gulo gulo, Musteta erminea, Mustela nivalis]; le renard arctique [Alopex lagopus]; le renard rouge [Vulpes vulpes]; le loup [Canis lupus]; le chien viverrin [procyonoides Nyctereutes]; les chats domestique et sylvestre [Felis silvestris, Felis euptilura], le lynx [Lynx lynx], le tigre de Sibérie [Panthera tigris], l'ours noir [Ursus americanus], l'ours brun [Ursus arctos], l'ours blanc [Ursus maritimus], les morses [Odobenus rosmarus] et plusieurs espèces de phoques [Phoca groenlandica, Phoca fasciata, Erignathus barbatus, Pusa hispida]).

Cette espèce a rarement été isolée chez les porcs domestiques ou sauvages.

L'importance des carnivores sylvestres autant que réservoirs de T. nativa dans la nature, est attestée par le fait que ce parasite survit dans la musculature de ces hôtes pendant au moins 20 ans.

Les populations humaines (esquimaux +++) vivant dans ces régions glaciales s'infestent par T. nativa en consommant de la viande crue des morses (Odobenus rosmarus), des ours et d'autres gibiers (Pozio et Murrell, 2006).

Cette trichine a tendance à induire chez l'homme une affection grave et chronique.

- Trichinella britovi (Pozio et Al, 1992) : T3 (Pozio E., Zarlenga D.S., 2005)

Les isolats européens et asiatiques de cette espèce ont été précédemment nommés T. nelsoni par les scientifiques russes: Britov et Boev, 1972; Shaikenov et Boev, 1983.

Parmi les espèces sylvestres, T. britovi possède la plus grande aire de répartition géographique, se répartissant dans la faune des régions tempérées d'Europe et d'Asie, de la péninsule ibérique à l'Extrême-Orient et s'étendant vers le sud à l'Afrique du nord et de l'Ouest. La limite nord de sa distribution est déterminée par les isothermes -6 ° C à -5 ° C en Janvier.

Cette espèce est sympatrique avec T. nativa entre les isothermes -4 ° C et -6 ° C, et il ya plusieurs cas rapportés, d'infections mixtes au sein d'un même hôte en Estonie, Finlande et en Lituanie (Pozio et Murrell, 2006).

Cette espèce est répandue chez les carnivores sylvestres tels que les mustélidés (Meles meles, Martes foina, Martes martes, Lutra lutra), les Viverridae (Nandinia binotata, Viverra civetta), le renard roux (Vulpes vulpes), le chacal (Canis aureus), le loup (Canis lupus) et l'ours brun (Ursus arctos).

En Europe, elle a été identifiée dans des isolats provenant de renards roux (Boadella M., et al ; 2012) (Vulpes vulpes), de sangliers (Sus scrofa) et de porcs domestiques. L'infestation des rats (Rattus norvegicus) vivant dans des fermes ou des dépotoirs a été signalée en Italie et en Estonie, bien que les larves de cette espèce aient un temps de survie très court au sein de cet hôte.

Cette espèce peut être transmise à l'homme par la consommation de viande de sanglier (Sus scrofa), de renard roux (Vulpes vulpes), de chacal (Canis aureus), de cheval et de porc domestique à partir d'étendus systèmes de pâturage ou d'alimentation avec des restes de carnivores sylvestres (Pozio et Murrell, 2006).

Cette trichine a une faible capacité de reproduction et de résistance à la congélation et s'avère modérément infestante pour l'homme.

- Trichinella murelli (Pozio et La Rosa, 2000) : T5

Cette espèce est répartie au sein des carnivores sylvestres (par exemple le lynx roux [Lynx rufus], l'ours noir [Ursus americanus], le coyote [Canis latrans], le raton laveur [Procyon lotor], la martre des pins [Martes americana] et le renard roux [Vulpes vulpes]) et des animaux domestiques (par exemple le chien domestique, le cheval et le chat) à travers les États-Unis d'Amérique (USA) (Californie, Connecticut, Géorgie, Illinois, Indiana, Maryland, Nouveau-Mexique, Pennsylvanie, Virginie, Wisconsin et au Texas) et dans la région de Vancouver au Canada (Pozio et Murrell, 2006).

L'isotherme -6 ° C en Janvier peut être un facteur déterminant de la limite nord de sa distribution. La limite méridionale est inconnue en raison de l'absence de données d'enquêtes suffisantes en provenance du Mexique et d'Amérique centrale.

Une infestation mixte par les larves de 7'. murrelli et 7'. spiralis a été mise en évidence chez un ours noir (Ursus americanus) en Californie.

Cette espèce n'a, à priori jamais été isolée lors d'une infestation naturelle chez le porc.

7'. murrelli peut être transmise à l'homme suite à la consommation de viande d'ours noir (Ursus americanus) et de cheval.

Une grande partie des caractéristiques cliniques sur cette espèce a été étudiée lors d'une épidémie en 1985 en France, suite à la consommation de viande chevaline importée du Connecticut (Ancelle, 1998).

- Trichinella nelsoni (Britov et Boev, 1972) : T7

Cette espèce se répartit en Afrique de l'Est, du Kenya à l'Afrique du Sud, mais ceci est basé que sur quelques enquêtes, de ce fait, son aire de répartition peut être beaucoup plus large.

La gamme d'hôtes comprend la hyène rayée et tachetée (Hyène hyène et Crocuta crocuta), le chacal à flancs rayés (Canis adustus), le chacal à dos noir (Canis mesomelas), la chauve-souris à oreilles de renard (Otocyon megalotis), le chien domestique, le lion (Panthera led), le léopard (Panthera pardus), le guépard (Acinonyx jubatus), et le serval (Leptailurus serval), et dans quelques rares cas les potamochères (Potamochoerus larvatus) et les phacochères (Phacochoerus aethiopicus), dont certains ont été la source d'infections pour l'homme (Nelson, 1970).

Cette espèce montre une infectiosité faible pour les rongeurs de laboratoire et les porcs (Nelson et al, 1966;. Kapel et Gamble, 2000) par rapport à T. spiralis.

T. nelsoni est plus résistante que les autres aux fortes températures de cuisson.

Moins de 100 cas d'infection humaine ont été documentés pour cette espèce au Kenya et en Tanzanie.

- Trichinella 6 (Pozio et al. 1992) : T6 (La Rosa G. et al., 2003).

Ce génotype est très répandue chez les carnivores (l'ours noir et brun [Ursus americanus et Ursus arctos]; le loup [Canis lupus]; le renard gris [Urocyon cinereoargenteus]; le coyote [Canis latrans]; le carcajou [Gulo gulo]; le pêcheur [Martes pennanti]; le lion de montagne [Puma concolor]; le lynx roux [Lynx rufus]) de l'Arctique et des régions subarctiques du Canada et le long des montagnes Rocheuses et les Appalaches aux Etats-Unis (Alaska, l'Idaho, Montana, Ohio, la Pennsylvanie, du Wyoming et de l'Ontario) (Pozio et Murrell, 2006).

Ce génotype se distingue de T. nativa par des caractères biochimiques et moléculaires différents, malgré leur capacité à se croiser, tant au laboratoire que dans la nature (des hybrides ont été retrouvés chez les loups [Canis lupus] de l'Alaska, ce qui suggère une séparation récente) (La Rosa et al. 2003).

Trichinella T6 et T. nativa sont très similaires concernant leurs caractéristiques biologiques: la résistance au gel élevé des larves dans les muscles de carnivores; ainsi que l'infectiosité faible chez les souris de laboratoire, les rats et les porcs domestiques et sauvages (Kapel et Gamble, 2000).

- Trichinella 8 (Pozio et al. 1992) : T8

Trichinella T8 n'a été identifié qu'à partir d'un lion (Panthera leo) du Parc national de l'Ethosa en Namibie et d'un autre lion (Panthera leo) et d'une hyène tachetée (Crocuta crocuta) du Parc national Kruger de l'Afrique du Sud, où il vit en sympatrie avec T. nelsoni.

Ce génotype peut être facilement distingué par certains caractères biochimiques et moléculaires de T. britovi (Pozio et al. 1992).

Aucun cas humain dû à ce génotype n'a été rapporté.

- Trichinella 9 (Nagano et al. 1999) : T9

A l'origine identifiée comme étant T. britovi (Pourtant l'étude génique montre une ressemblance plus importante avec T. murrelli) de la faune japonaise (chien viverrin [Nyctereutes procyonoides]; ours noir japonais [Ursus thibetanus]) il a été maintenant démontré par des méthodes moléculaires que ce génotype diffère des souches européennes, et est désigné par Trichinella T9.

Les larves musculaires de ce génotype ont été également détectées chez les renards roux (Vulpes vulpes) de lile d'Hokkaido, où ils vivent en sympatrie avec T. nativa.

Aucun cas humain dû à ce génotype n'a été rapporté (Pozio et Murrell, 2006).

- Trichinella 12 : T12

Uniquement détectée chez des couguars en Argentine.

C'est le dernier génotype identifié à ce jour (Dupouy-Camet J. et al., 2010).

Les différentes espèces non encapsulées sont décrites ainsi :

- Trichinella pseudospiralis (Garkavi, 1972) : T4

T. pseudospiralis est une espèce cosmopolite infestant les mammifères et les oiseaux. Trois populations, qui peuvent être distinguées sur une base moléculaire, ont été isolées en Paléarctique, Néarctiques et en Australie (Tasmanie) (La Rosa et al, 2001).

Cette espèce est caractérisée par l'absence de capsule dans les kystes intramusculaires. De plus les larves sont plus petites que celles de T. spiralis. Elle est aussi pathogène pour l'homme mais son pouvoir pathogène est nettement moins marqué que celui de T. spiralis ; la réaction inflammatoire étant beaucoup moins sévère.

Chez la souris il faut au minimum 20 000 larves pour atteindre la dose létale, tandis que le même effet est obtenu par une infestation avec 4 500 larves de T. spiralis.

Ce parasite a été isolé chez 14 espèces de mammifères et 13 espèces aviaires (Pozio, 2005), où le nombre de cas rapportés chez les mammifères est beaucoup plus élevé que ceux chez les oiseaux.

C'est probablement le résultat d'un biais en faveur de l'examen de mammifères à la recherche de ce parasite par rapport au nombre de volailles examinées.

Un seul cas humain, sans doute contracté en Tasmanie, et trois foyers impliquant 92 personnes, dans le Kamchatka, la Thaïlande et la France ont été documentées (Pozio et Murrell, 2006).

- Trichinella papuae (Pozio et al, 1999) : T10

Cette espèce a été isolée chez les truies domestiques, les cochons sauvages (Sus scrotum) et les crocodiles d'élevage d'eau salée (Crocodylus porosus) de PapouasieNouvelle-Guinée nourris avec de la chair des porcs sauvages (Sus scrotum) (Pozio et Murrell, 2006).

Au cours d'infestations expérimentales, cette espèce montre une grande capacité de reproduction (RC) chez les crocodiles et les varans (Varanus exanthematicus, Caiman crocodylus), mais une RC très faible chez les tortues et les pythons (Python molurus, Pelomedusa subrufa).

La découverte d'espèces de Trichinella infestant aussi bien les mammifères que les reptiles peut fournir une explication de cas humains rapportés, en relation avec la consommation de viande de tortue et de lézard brun (Varanus nebulosus) en Thaïlande (Khamboonruang, 1991).

- Trichinella zimbabwensis (Pozio et al. 2002) : T11 (Pozio et al., 2002) Cette espèce est très similaire à T. papuae, en effet, elle partage avec elle d'importantes caractéristiques biologiques telles que l'infectiosité pour les mammifères et les reptiles (Python molurus, Pelomedusa subrufa, Varanus exanthematicus, Caiman crocodylus).

Elle a été isolée seulement chez les reptiles sauvages et d'élevage (Crocodylus niloticus et Varanus niloticus) d'Afrique (Zimbabwe, Mozambique et Ethiopie) bien qu'expérimentalement, elle est capable d'infecter des souris, rats, hamsters, renards (Vulpes vulpes), les porcs et singes (Papio spp, Cercopithecus aethopis.) (Pozio et Murrell, 2006; Pozio et al, 2007.).

Lors de la première découverte en 1995, les larves de T. zimbabwensis ont été isolées à partir de 256 élevages de crocodiles du Nil (Crocodylus niloticus), et à partir de 18 fermes de crocodiles du Zimbabwe.

Des cas humains n'ont pas encore été signalés.

1- 3. Cycle évolutif:

La trichinellose est transmise d'un animal à un autre par ingestion de muscles contaminés par des larves de trichine.

150 espèces de mammifères répartis sur divers climats de la planète, peuvent héberger Trichinella.

Sa vaste distribution géographique serait probablement en relation avec le non développement externe du parasite, mais aussi avec son adaptation à des conditions climatiques rigoureuses.

L'homme ne constitue qu'un hôte particulier, en relation avec certaines habitudes culinaires.

Les modalités de transmission du parasite peuvent se regrouper au sjn de deux principaux cycles (Chassaing J., 2001) interdépendants: (Figure n°5)

Figure n°5 : Cycle parasitaire de Trichinella spiralis.

-un cycle domestique ou synanthropique :

Dans lequel le porc est l'acteur principal, la transmission de la trichine s'effectue entre le porc et le rat ; ce dernier constituant l'espèce réservoir.

Omnivore, le porc ne répugne pas à consommer le cadavre d'un rat ou d'un autre petit mammifère sauvage, ni méme le cadavre ou la queue d'un de ces congénères.

Le chien, le chat et le rat présentent également des sources d'infestation très variées.

Le cheval et l'homme s'insèrent dans ce cycle mais l'homme constitue, de par son statut de super-prédateur, un cul-de-sac épidémiologique.

-un cycle sauvage ou sylvestre :

Faisant intervenir des animaux sauvages prédateurs ou charognards.

Les prédateurs, consommant des proies contaminées, et les charognards se nourrissant de cadavres d'animaux infestés, assurent la pérennité de ce cycle.

Ce deuxième mode de transmission est facilité par la grande résistance des larves enkystées à la putréfaction et aux basses températures des souches arctiques.

Il existe plusieurs variantes de ce cycle suivant les grandes zones climatiques (zones tempérée, tropicale et arctique).

2. Pathogénie - Déroulement de la parasitose chez l'homme:

2- 1. Pouvoir pathogène: (Ripert, 2007; In: Poirrier M., 2010)

2- 1. 1. Action pathogène des adultes:

Le pouvoir pathogène est essentiellement imputable aux femelles puisque les mâles meurent rapidement après l'accouplement. Il s'agit d'actions :

- Mécanique et irritative par perforation de la muqueuse.

- Toxique et antigénique, les extraits de parasite provoquant hyperthermie et asthénie.

2- 1. 2. Action pathogène des larves:

Le pouvoir pathogène des larves se manifeste par deux types d'actions :

- Toxique et irritative puisque la larve, dans la fibre musculaire, provoque dégénérescence et formation de la capsule.

- Antigénique, donnant lieu à l'instauration d'une immunité.

Le pouvoir pathogène de Trichinella va donc s'exercer aux différents stades de l'évolution chez l'hôte :

- Action entérotrope des vers adultes déterminant le syndrome intestinal. - Action musculotrope des larves déterminant le syndrome musculaire.

2- 2. Déroulement de la parasitose chez l'homme:

La trichinellose se caractérise par trois phases évolutives chez l'homme ( Figure n°6).

Figure n°6: Déroulement de la trichinellose chez l'Homme.

2- 2. 1. Phase d'infestation:

L'ingestion de viande trichinée (renfermant des larves enkystées (encapsulées ou non selon l'espèce)) non ou mal cuite, est suivie par la lyse de la coque des kystes par les sucs digestifs.

L'épicuticule est altérée par la lyse alcaline et par l'action de la bile, des enzymes digestives et pancréatiques (Stewart G.L. et al., 1987).

Les larves libérées immatures vont alors pénétrer dans l'épithélium des villosités intestinales.

Dans l'intestin gréle, les larves vivent au sein des entérocytes qu'elles tunnelisent sous une forme sinusoïdale créant des syncytiums.

Elles ne sont extracellulaires que de façon transitoire lorsqu'elles se mobilisent pour passer d'une cellule à l'autre.

Au cours de leur migration à la recherche d'un partenaire, elles sont nommées alors L1M, subissent 4 mues successives dans le tube digestif durant les douze heures qui suivent l'ingestion de la viande contaminée.

Dans l'épithélium intestinal, elles deviennent adultes après 36 heures, et sont capables de s'accoupler en sécrétant des facteurs chimiotactiques facilitant leur rencontre. L'accouplement se fait dans la lumière intestinale, les mâles meurent juste après, et les femelles fécondées continuent seules leur cycle, en s'enfonçant dans la muqueuse intestinale par les glandes de Lieberkuhn et les plaques de Peyer (voie lymphatique). Les oeufs éclosent dans l'utérus de la femelle et sont expulsés sous forme de larves L1NN (larves « nouveau-nées »).

La ponte commence deux jours après l'accouplement et peut durer jusqu'à six semaines, selon la réponse immunitaire développée par l'hôte (Ripert C., 2007 ; In : Poirrier M., 2010).

2- 2. 2. Phase de dissémination:

Les larves L1NN migrent par voie lymphatique, puis sanguine, (seul stade libre du cycle) passant par le coeur droit et les poumons.

Le coeur gauche, atteint le jour suivant l'expulsion des larves, les disperse dans la circulation générale.

Les larves atteignent les muscles striés (site de prédilection) où elles sont capables de s'enkyster. Les autres sont détruites par les défenses immunitaires.

Enfin, il a été décrit des localisations erratiques dans l'encéphale, le foie, les poumons et le coeur. (Ripert C., 2007 ; In : Poirrier M., 2010).

2- 2. 3. Phase d'enkystement:

(Poirrier M., 2010)

Les larves quittent les vaisseaux sanguins pour se retrouver dans les fibres musculaires où elles poursuivront leur développement en larves L1M (Figure n°7).

Celles-ci s'enroulent très rapidement en spirale, d'où le nom de spiralis donné à la première espèce de trichine découverte.

Figure n°7: Schéma d'une larve infestant une fibre musculaire.

Les larves L1NN se caractérisent par leur tropisme pour les cellules musculaires striées squelettiques, elles y pénètrent et subissent des modifications selon un ordre chronologique précis au cours des heures et des jours suivant l'invasion, ce qui aboutira à une perte totale de la différenciation (dédifférenciation) de la cellule musculaire striée.

Le programme de transformation de la cellule musculaire (re-différenciation) en cellule nourricière est déclenché spécifiquement par la trichine et la survie de cette cellule nourricière devient étroitement dépendante de celle du parasite (Despommier D.D., 1998).

Un véritable dialogue existe entre le parasite et la cellule hôte.

Des médiateurs protéiques d'origine parasitaire sont impliqués mais aucun n'a encore été identifié avec certitude.

La cellule nourricière est une conséquence unique et originale de l'association de la cellule hôte avec la larve L1 infestante des espèces encapsulées de Trichinella sp . Elle fonctionne vraisemblablement pour la nourrir aussi bien que pour la protéger des réactions immunitaires (Figure n°8).

La fibre musculaire parasitée se trouve ainsi profondément modifiée (Despommier D.D.,1990).

Figure n°8: Formation de la cellule nourricière. Il y a au moins deux phases distinctes
au processus de formation de la cellule nourricière : une dédifférenciation de la cellule
musculaire et une autre de re-différenciation de la cellule musculaire en cellule nourricière.

L'élaboration de la cellule nourricière dure environ 20 jours, on constate une disparition des myofilaments, un important épaississement du sarcolemme et une augmentation des tubules transverses. La larve L1 s'enroule sur elle-même dans une cavité ovoïde circonscrite par une paroi composée de fibres de collagène. Parallèlement, un réseau capillaire se met en place, il sert à apporter les nutriments nécessaires à la survie de la larve.

Figure n°9: Schéma d'une larve de Trichinella spiralée dans la capsule de
collagène et formation du réseau capilaire.

Les larves L1M encapsulées dans les muscles peuvent survivre des années (voir indéfiniment) après l'infestation, (Figure n°9) mais peuvent dégénérer suite à une synthèse abondante de collagène étouffant la cellule nourricière qui se calcifie.

Le processus d'enkystement des larves dans le muscle strié, survient environ trois semaines après l'ingestion de viande trichinée.

Le cycle de Trichinella est original, puisqu'il peut se dérouler chez un seul et unique hôte, omnivore ou carnivore, dont l'homme, et dans certaines situations particulières, il peut se réaliser également chez les herbivores (le cheval !!).

On le qualifie de cycle auto-hétéroxène (Ripert C., 1998).

Ce cycle converge étonnamment vers un cycle viral du fait de la localisation intra cytoplasmique de Trichinella, d'une spécificité tissulaire élective et de son amplification chez un même hôte (Boireau P. et al., 2001).

L'hôte est à la fois (Ripert C., 1998) :

- Hôte définitif, hébergeant les formes adultes du nématode.

- Hôte intermédiaire, où évoluent les formes larvaires.

- Vecteur (statique): les tissus parasités doivent être ingérés par un nouvel hôte pour assurer la transmission du parasite.

- Réservoir : les larves enkystées peuvent vivre des années hébergées dans les muscles de leur hôte, en particulier, si ce dernier appartient à une espèce très réceptive (carnivores).

2- 3. Durée de vie des trichines:

Les femelles adultes pondeuses meurent après 3 à 4 mois de vie intra-luminale dans l'intestin gréle, les males ne vivent que quelques jours (le temps de s'accoupler). Les larves par contre, survivent plus longtemps; lorsqu'elle mue, la larve est plutôt fragile, mais une fois enkystée, elle peut vivre des dizaines d'années ou plus, mais il semblerait que les années passant elle perde son pouvoir infestant.

Les parasites ont développé de nombreuses stratégies adaptatives leur permettant d'échapper à la réaction immunitaire de l'hôte : séparation anatomique par une structure antigéniquement amorphe, mais perméable aux nutriments : la capsule.

La durée de vie du parasite dépend donc du stade auquel on s'intéresse et de sa localisation (Ripert C., 1998).

Dans les muscles des animaux vivants, une survie de plusieurs années est de règle.

Dans les cadavres la survie atteint trois semaines voir plus, et ce malgré la putréfaction, mais les larves ne peuvent pas se multiplier.

Sur le sol, les larves peuvent résister quelques jours après élimination fécale.

Seuls la chaleur, le froid et les irradiations peuvent détruire les larves enkystées.

La congélation domestique est à déconseiller comme méthode d'assainissement compte tenu de la résistance constitutionnelle au froid de certaines espèces (T. nativa et T. britovi) et de l'augmentation de cette résistance quand des espèces habituellement sensibles sont chez des hôtes inhabituels.

C'est ainsi que T. spiralis, sensible à la congélation dans la viande de porc, devient partiellement résistante au froid dans de la viande de cheval.

3. Physiopathologie de la trichinellose:

La physiopathologie de la trichinellose est en diapason avec le cycle biologique de Trichinella et se caractérise par des réactions inflammatoires au niveau de la muqueuse intestinale (duodénum, jéjunum), au niveau circulatoire puis dans les tissus musculaires (De Bruyne A. et al, 2006).

3- 1. Phase d'infestation et perturbations intestinales :

Durant la première phase les larves de Trichinella envahissent l'épithélium intestinal. Tous les stades y sont présents (L1M, L2, L3, L4, adultes et L1NN) puisque c'est à cet endroit que les mues successives ont lieu.

Le déplacement de la trichine lèse l'épithélium en perforant les entérocytes qui bordent la lumière intestinale.

Au cours de ce passage, il y a sécrétion de nombreux antigènes parasitaires provenant de sécrétions spécifiques ou des mues (Boireau P. et al., 1997).

Les adultes présents dans le tube digestif augmentent le péristaltisme intestinal et perturbent les sécrétions gastriques, intestinales et pancréatiques ainsi que l'absorption du glucose.

Il existe une corrélation entre l'amplitude de l'hypercontractilité des muscles intestinaux et l'intensité de la réponse inflammatoire.

On peut donc en déduire que c'est la réponse inflammatoire de l'hôte qui permet l'expulsion du parasite.

L'invasion de cet épithélium provoque une atrophie des villosités et une infiltration de la muqueuse par des cellules inflammatoires telles que: mastocytes, éosinophiles, macrophages, lymphocytes et plasmocytes (Figure n°10).

Ces cellules induisent la libération d'histamine, de sérotonine, de leucotriènes et de prostaglandines qui modifient la physiologie de la muqueuse avec perméabilisation de l'épithélium et modification des contractions des muscles lisses.

Toutes ces perturbations associées à une hypersécrétion de mucus par les cellules caliciformes, et à l'action cytotoxique des éosinophiles interagissent afin d'expulser et de détruire le parasite (De Bruyne et al., 2006).

Figure n°10 : Larve non encapsulée et réaction inflammatoire musculaire (quelques
semaines après l'infection)

Des études sur des petits rongeurs infestés par T. spiralis ont montré l'existence d'une immunité protectrice spécifique d'espèce au niveau du tissu lymphoïde associé au tube digestif (GALT : Gut Associated Lymphoide Tissue), plus spécifiquement au niveau de la lamina propria où les lymphocytes T sont activés (Bell R.G. et al, 1998). L'immunité est d'abord de type Th1 (avec libération d'interféron ã, IL2 et IL3), elle est suivie par une commutation vers le type Th2 (avec sécrétion d'IL4, IL5, IL9, IL10 et IL13) ceci après 4 jours d'infestation (Ramaswamy K., et al., 1996).

La libération des IL4 et IL13 et leur reconnaissance par leur récepteur provoque une augmentation de la motricité intestinale par l'activation d'une voie de transduction médiée par la protéine STAT 6 (Signal Transducer and Activator of Transcription factor 6) (Khan WI. et al, 2001).

La synthèse de cytokines est accompagnée d'une production d'anticorps IgG1 et IgE (confirmant un profil à orientation Th2).

Les anticorps protecteurs de l'hôte sont dirigés contre l'antigène majoritaire des granulations stichocytaires (TSL1) et contre la surface du parasite.

Les IgE totaux et spécifiques sont augmentés ce qui aurait un double effet : protecteur de l'hôte contre une réaction anaphylactique et l'échappement du parasite à la réponse immunitaire par compétition des IgE spécifiques et non spécifiques.

Les IgG, les cytokines libérées et les éosinophiles sont les facteurs essentiels pour le blocage du passage du parasite dans la circulation sanguine (Finkelman F.D. et al., 1997).

3- 2. Phase de dissémination et migration larvaire :

(De Bruyne et al., 2006) La présence de larves L1NN dans la circulation sanguine induit une libération de facteurs pro-inflammatoires ce qui aboutit à une fièvre intense chez le malade.

L'hyperéosinophilie sanguine et tissulaire est très importante et la libération de ces différents médiateurs inflammatoires induit une vascularite généralisée avec oedème de la face et fièvre.

Les larves L1NN peuvent transiter par le cerveau, le myocarde et la rétine et entraîner localement des nodules granulomateux composés d'éosinophiles et de cellules mononucléées. Une réaction immunitaire locale avec synthèse d'anticorps spécifiques (IgA inhibant l'expulsion de L1NN des femelles, IgG et IgE intervenant dans des

réactions de cytotoxicité dépendante des anticorps) permet à l'hôte parasité de lutter contre ces larves mais avec une efficacité moindre que celle du tube digestif .

Les lésions cérébrales pourraient résulter de l'association d'emboles larvaires responsables d'une ischémie localisée, de réactions immunoallergiques (la vascularite, les thromboses ainsi que les hémorragies punctiformes de la substance blanche en seraient la traduction) et d'un effet prothrombotique, voire neurotoxique des éosinophiles.

Les larves L1 ne peuvent pas s'encapsuler dans les fibres myocardiques, ceci serait dû à la faible taille de ces dernières ainsi qu'à leur incapacité de régénération.

3- 3. Phase d'enkystement larvaire et conséquences musculaires :

(De Bruyne et al., 2006) La cellule musculaire subit des réarrangements graduels qui permettent la croissance et la nutrition du parasite.

La fibre musculaire est donc profondément modifiée; les myofilaments disparaissent, le sarcolemme s'épaissit d'une trentaine de fois, le système des tubules transverses prolifére (augmentant la surface d'échange entre la fibre musculaire et le milieu extérieur). Le nombre et le volume des noyaux de la fibre sont augmentés et leurs nucléoles hypertrophiés.

Des antigènes parasitaires ont été mis en évidence dans le noyau des cellules et certains travaux suggèrent que ceux-ci pourraient interférer avec la synthèse de la myosine (Despommier DD. et al, 1990 ; Jasmer DP., 1995).

Les myofilaments et les autres structures apparentées au tissu musculaire sont remplacés pendant les 15 premiers jours de l'invasion cellulaire.

Une surexpression du collagène de type IV et type VI est détectable.

La synthèse du collagène est impliquée dans l'élaboration de la capsule.

La formation d'une complexe cellule musculaire dédifférenciée-parasite constitue la véritable forme de résistance du parasite aux conditions extrêmes : congélation, résistance à la putréfaction, résistance aux températures élevées.

Autour de la fibre parasitée, une réaction inflammatoire locale (action de polynucléaires neutrophiles, de lymphocytes, d'éosinophiles, d'IL10 antiinflammatoire puis de cellules géantes) est insuffisante pour empêcher le développement de la cellule nourricière.

L'afflux des polynucléaires au contact de la fibre musculaire modifierait la perméabilité de la fibre, entraînant une augmentation du taux des enzymes musculaires sériques.

Une réponse spécifique se met en place entre 20 et 50 jours suivant l'infection, d'abord grace au développement d'anticorps d'isotypes divers dirigés contre les antigènes larvaires somatiques, puis des IgG1 dirigées contre l'antigène de tyvelose excrété ou sécrété.

L'inflammation chronique est dirigée par une réponse de type Th2 (Beiting DP. et al, 2004 ; Fabre M. V., 2009).

4. Clinique:

La symptomatologie trichinienne succède à un repas infestant.

4- 1. Symptomatologie : (Dupouy-Camet J., et al, 2007)

4- 1. 1. Incubation :

Dure environ une dizaine de jours.

Elle est silencieuse et correspond à la transformation de la forme infestante (kyste, larve L1M) ingérée en adultes, après libération dans l'estomac puis passage dans l'intestin gréle de l'hôte.

4- 1. 2. Phase intestinale :

Phase de début, elle correspond à l'installation des vers adultes au niveau des cellules épithéliales de l'intestin grêle.

Phase de catarrhe intestinal, elle peut commencer dés la 48^éme heure, et est marquée par d'intenses diarrhées aiguës pouvant entraîner une déshydratation, nausées, vomissements et des gastralgies violentes.

Ces symptômes apparaissent dans les 9 à 17 jours suivant le repas infestant et durent de un à plusieurs jours.

La fièvre peut persister plusieurs semaines, elle est en plateau et peut atteindre 40°C. L'élévation thermique est en général proportionnelle à la gravité de la maladie (Tableau n°II).

Cette phase peut néanmoins passer inaperçue (Roumier M. et al., 1992).

Tableau n°II : Délai d'apparition et durée moyenne des différents symptômes liés à

IllIllIILIll IL1I1I 1111111. (Ripert C., 1998)

4- 1. 3. Phase de dissémination et d'installation des larves dans les muscles :

Après dissémination, les larves vont présenter une localisation musculaire élective. Cette phase commence de 8 à 12 jours après le repas infestant et peut durer de 20 à 40 jours (Tableau n°II).

C'est une période très pénible pour le malade avec une très grande fatigue, des courbatures et des myalgies très douloureuses qui peuvent durer plusieurs mois. L'éosinophilie est très élevée durant cette phase (50 à 65% des leucocytes).

Le signe constant de la maladie, que l'on retrouve même dans les cas frustres, est un oedème de la face (d'où l'appellation « maladie des grosses têtes ») qui apparaît vers le 10ème jour.

Ce signe semble être une manifestation allergique ; il siège particulièrement dans la région périorbitaire et s'accompagne fréquemment d'une conjonctivite (Figure n°11).

Figure n°11: OEdeme de la face et des paupières chez une malade atteinte de
trichinellose. Noter l'aspect après guérison. (De Bruyne et al., 2006)

Une urticaire, des arthralgies et une dyspnée asthmatiforme sont les manifestations des réactions allergiques aux toxines parasitaires.

Les larves libérées passent dans la circulation sanguine et commencent à s'enkyster. Cette phase s'arrete au moment où les femelles, trop vieilles, cessent de produire des larves.

Ces femelles sont alors expulsées lors de la défécation.

4- 1. 4. Période d'état :

Correspond à la phase musculaire de la maladie, qui aboutit à la formation des kystes, blancs, en forme de citron, pratiquement invisibles à l'oeil nu.

Il y a généralement une larve par kyste.

Cela entraîne l'apparition de troubles généraux secondaires : asthénie, crampes, fatigabilité musculaire importante (Figure n°12).

Les myalgies atteignent le plus souvent les muscles les plus actifs : muscles oculomoteurs, masséters (provoquant un trismus), langue, muscles respiratoires, muscles du tronc et de la nuque (provoquant une raideur) et muscles fléchisseurs des membres (De Bruyne et al., 2006).

Ces myalgies entraînent une diminution de la force musculaire.

L'intensité des myalgies est variable et conduit parfois au repos complet au lit. Elles peuvent persister 2 à 3 semaines (Tableau n°II).

Figure n°12: Résumé complet des principaux symptômes et signes cliniques,
résultats de tests diagnostiques chez des patients souffrant de forme légère (couleur
pâle) à sévère (couleur foncée) de trichinellose.

A gauche les aspects qualitatifs de l'infection sont étudiés, tandis que ceux-ci donnent à droite une évaluation quantitative de chacun. Les couleurs correspondent aux différentes étapes de l'infection (citées en bas à gauche). La partie hachurée corrèle avec la période d'infection dans laquelle la mort du patient est possible si la dose de parasite ingérée est très importante. (Capo V., et al., 1996)

4- 1. 5. Evolution :

L'organisme élimine très lentement des larves de trichines (plusieurs années). Le processus de destruction du kyste trichineux a lieu au niveau tissulaire par dégénérescence kystique et mort de la larve.

L'ensemble devient alors de couleur marron foncé, avec en son centre un résidu noirâtre correspondant aux débris de la larve.

La calcification, quand elle se produit, n'est que très lente, voir exceptionnelle.

4- 2. Complications : (Poirrier M., 2010)

Les complications de la trichinellose touchent le plus souvent le sujet âgé et peuvent dans certains cas mettre en jeu le pronostic vital du patient.

Ces complications peuvent être d'ordre:

Oculaire : elles peuvent être très graves avec photophobie, diplopie, douleur, mydriase, exophtalmie.

Pulmonaire : ce sont des manifestations allergiques s'observant au début de la maladie : asthme, toux spasmodique, bronchite, dyspnée.

Ce sont les manifestations neurologiques et cardiaques qui font la gravité de cette affection.

Ces complications touchent principalement les sujets âgés, et peuvent engager le pronostic vital. Leur fréquence est très variable selon les épidémies : elle peut parfois concerner jusqu'à 30 % des cas pour les complications neurologiques, et 5 à 20 % pour les complications cardiaques et vasculaires.

Neurologiques (De Graef M. et al., 2000) : les complications neurologiques surviennent le plus souvent lors de la phase de migration larvaire.

Le mécanisme de l'atteinte neurologique reste discuté. La symptomatologie est polymorphe, il peut s'agir d'une méningite, d'un déficit focal ou dans des cas plus rares d'une panencéphalite généralisée. L'hyperéosinophilie est toujours présente et des nodules granulomateux entourent parfois les larves.

On ne sait pas encore si c'est la réaction immuno-allergique qui cause les troubles ou si c'est l'envahissement direct du système nerveux central par des emboles larvaires qui seraient responsables d'une ischémie localisée. Des examens complémentaires sont à réaliser devant toute suspicion d'atteinte neurologique, type électroencéphalogramme, TDM (Tomodensitométrie) et IRM (Imagerie par Résonance Magnétique) (Figure n°13 et Figure n°14).

Figure n°13: Tomodensitométrie cérébrale en coupe axiale transverse après
injection d'iode par voie veineuse. Zones hypodenses, non rehaussées après contraste au
niveau du centre semi-ovale droit (flèches). (De Bruyne et al., 2006)

Figure n°14: Imagerie par résonance magnétique cérébrale. Zones bilatérales
d'hypersignal sans effet de masse (flèches) au niveau des centres semi-ovales.
(De Bruyne et al., 2006)

Cardiaques : (Lachkar S. et al., 2008)

L'atteinte cardiaque se traduit par des lésions de myocardite, plus rarement de péricardite, d'endocardite ou de thrombose murale ou des coronaires.

Pouvant engager le pronostic vital, les complications cardiaques doivent être recherchées systématiquement, en particulier par l'électrocardiogramme (ECG), même en l'absence de tachycardie ou d'hypotension.

On peut aussi utiliser la troponine comme marqueur d'atteinte cardiaque et pratiquer une IRM cardiaque.

Les larves L1NN ne s'encapsulent pas dans les fibres myocardiques, probablement en raison de la faible taille de ces dernières et de leur incapacité de régénération.

4- 3. Clinique chez la femme enceinte : (De Bruyne et al., 2006)

Chez les femmes enceintes, la trichinellose peut causer un avortement spontané ou un accouchement prématuré.

Les mécanismes en cause ne sont pas encore clairement démontrés, néanmoins, ces complications pourraient être dues à des modifications de la synthèse des bêta HCG, de progestérone ou des cytokines.

L'existence de transmission verticale de trichinellose n'a pas été clairement établie; cependant, la plupart des femmes infestées pendant leur grossesse ont accouché de nouveau-nés sains (Kociecka W., 2000).

4- 4. Clinique chez l'enfant : (Ozdemir D. et al., 2005)

Lors d'infestation par Trichinella, les enfants développent des signes et des symptômes, identiques à ceux qui se déclarent chez les adultes, bien que les myalgies et la diarrhée soient moins fréquentes.

Les signes cliniques et les symptômes sont globalement moins prononcés et la régression est plus rapide.

De même la fréquence des complications est inférieure.

L'image clinique est plus douce, probablement due au fait que les doses de contamination sont inférieures et que la réaction allergique est moins intense.

4- 5. Clinique chez l'immunodéprimé :

Seulement trois cas de trichinellose ont été documentés chez des immunodéprimés. Des charges parasitaires musculaires très élevées (1 400 larves/g) ont été rapportées chez un greffé du rein, mais la symptomatologie aiguë était passée inaperçue (Doby JM, et als, 1984).

Un cas rapporté chez un sidéen n'a pas présenté de gravité particulière (Louthrenoo W, et als, 1993).

En revanche, un cas très grave a été décrit chez une personne atteinte d'une leucémie myéloïde chronique (Jacobson ES, et als, 1977).

5. Diagnostic :

5- 1. Arguments d'orientation : (De Bruyne et al., 2006; Dieusaert P., 2005) L'orientation vers le diagnostic de la trichinellose est souvent donnée par la symptomatologie clinique assez typique pendant la phase d'état ou par la notion de petite épidémie familiale et d'habitudes alimentaires.

L'interrogatoire des patients permet toujours de mettre en évidence une tendance à la consommation de viande peu cuite d'espèces de mammifères (cheval, ours, sanglier, porc...,) particulièrement sensibles à la trichinellose.

L'analyse de la formule numération sanguine (FNS) avec une forte éosinophilie et une élévation des enzymes circulantes musculaires (créatine phosphokinase CPK, lactate déshydrogénase LDH) sont de bons indicateurs.

On note également un syndrome inflammatoire plus ou moins marqué, qui entraine une accélération de la vitesse de sédimentation et une augmentation du taux de CRP (Protéine C Réactive).

5- 2. Diagnostic indirect :

Le diagnostic sérologique consiste en la recherche d'anticorps anti Trichinella dont la détection a une bonne valeur diagnostique.

Le diagnostic immunologique est basé sur la détection d'IgG spécifiques qui apparaissent dès les 10-20 ème jours après infestation.

Cependant, le taux d'anticorps est très variable en fonction des individus, de la charge parasitaire et des espèces infestantes (Bruschi et al., 1990; Pozio et al., 1993).

Les tests sérologiques indirects sont nombreux et font appel à la technique d'immunofluorescence indirecte (IFI) et surtout la méthode ELISA, qui sont les deux méthodes les plus utilisées pour le dépistage de la trichinellose, mais de nombreuses méthodes sérologiques ont été décrites : hémagglutination indirecte, agglutination au latex, contre-immunoélectrophorèse, et le test de confirmation consiste en une immuno-empreinte ou competitive inhibition assay (western blot).

5- 3. Diagnostic direct de certitude : (Ripert C., 2007; In : Poirrier M., 2010) Il est rarissime de retrouver les larves de Trichinella dans le sang ou dans les selles. De même, les adultes sont très rarement identifiés dans les selles puisque lysés dans le tube digestif.

On peut en trouver quelquefois dans le liquide du tubage duodénal ou dans le liquide céphalo-rachidien s'il y a eu une atteinte méningée.

Le meilleur moyen pour rechercher la présence du parasite est la biopsie musculaire. Cet examen est fondé sur une digestion artificielle adaptée ou un examen microscopique après écrasement pour identifier les larves.

L'étude anatomopathologique de la pièce (fixation, coupe et coloration) visualise non seulement la larve mais aussi la réaction inflammatoire.

La biopsie musculaire permet également l'isolement et le typage de la souche de Trichinella, par amplification génomique, réservée uniquement aux laboratoires spécialisés.

6. Traitement :

(De Bruyne et al., 2006 ; Dorosz P., 2010 ; Dupouy-Camet J., Murrell K.D., 2007 ; Poirrier M.,2010)

Le traitement anthelminthique lors de la trichinellose serait d'autant plus efficace que sa mise en route ait été précoce.

En effet son action cible majoritairement les formes parasitaires encore dans l'intestin, ou en phase de migration c'est-à-dire les formes non tissulaires. Ces phases sont très courtes et nécessitent une action rapide avant l'apparition des signes cliniques. Cependant, n'ayant précisément établi ni le délai de survie des adultes, ni celui d'émission des larves, on recommande l'administration d'anthelminthiques pendant la période allant de 4 à 6 semaines après infection.

Les benzimidazoles sont suffisamment diffusibles et peuvent de ce fait atteindre les larves L1M ; mais après enkystement des larves, il est très difficile de les atteindre. Si le diagnostic de la trichinellose a été posé précocement, les anthelminthiques qui peuvent être utilisés pour le traitement sont :

En tête de liste, l'albendazole (Zentel®) qui est une molécule dérivée des benzimidazoles. C'est un inhibiteur de la polymérisation de la béta tubuline qui agit sur de nombreux cestodes et nématodes. Il va donc agir sur le cytosquelette des helminthes en inhibant cette polymérisation. On a donc un blocage de l'absorption du glucose qui provoque la mort du parasite.

Il est actuellement conseillé d'utiliser l'albendazole, en raison de sa bonne tolérance (Dupouy Camet J. et al., 2002).

Cette molécule est disponible sous forme de comprimés dosés à 400 mg pour l'adulte et l'enfant de plus de six ans ou de suspension buvable à 400 mg/10 ml réservée à l'enfant de moins de six ans, (AMM non délivré en Algérie pour l'albendazole).

La posologie pour l'enfant est de 15 mg/kg/j, au moment d'un repas (pour améliorer la tolérance digestive) répartie en deux prises par jour.

Pour l'adulte, la posologie est de 800 mg soit un comprimé de 400 mg deux fois par jour. La durée du traitement est de 10 à 15 jours selon la sévérité de la symptomatologie et la précocité de la prise en charge.

L'albendazole est contre-indiqué chez les femmes enceintes bien que les enfants nés de femmes enceintes ayant reçu accidentellement de l'albendazole à de hautes doses n'aient pas montré de malformations à la naissance (Bradley M., Horton J., 2001).

Le mébendazole présente une efficacité équivalente à celle de l'albendazole.

Le thiabendazole (Mintezol®) est efficace mais n'est plus prescrit car il présentait de trop nombreux effets indésirables (dans 50 % des cas) comme nausées, vomissements, somnolence, vertiges, anorexie, céphalées, diarrhées mais aussi neutropénie, fièvre et rash cutané.

Le traitement symptomatique (antalgiques, antipyrétiques) est ici, très important. L'adjonction ou non de glucocorticoïdes est encore discutée puisqu'il n'y a eu encore

aucune étude en prouvant le bénéfice. Elle n'a pas d'action sur les parasites. Au contraire, elle pourrait favoriser leur enkystement et prolifération (en ralentissant leur expulsion) car elle diminue les réactions immunitaires de l'hôte, c'est pour cette raison que la corticothérapie doit toujours être administrée en association avec un antihelminthique.

Les femmes enceintes et les enfants de moins de deux ans ne sont donc à priori pas traités.

Son efficacité sur les symptômes généraux du malade est spectaculaire. Une corticothérapie n'est donc pas forcément prescrite devant un tableau clinique de symptomatologie peu prononcée mais est indispensable devant tout signe de manifestation aiguë ou de complication, en effet la destruction massive de larves L1 circulantes peut exacerber la réponse inflammatoire de l'hôte et aggraver la clinique. Il en est de méme pour l'hospitalisation ; les formes graves peuvent d'ailleurs nécessiter des mesures de réanimation.

Le glucocorticoïde le plus généralement utilisé est la prednisolone, qui est disponible en comprimés de 1 mg ou 5 mg et est administré à un dosage de 30 mg à 60 mg par jour, pendant 10 à 14 jours.

7. Prophylaxie individuelle :

Une cuisson suffisante de la viande est la méthode de prévention idéale, la destruction des larves infestantes de trichine se fait en trois minutes à 58 °C et quasi instantanément à 63°C. Ces températures sont atteintes lorsque la viande est grise à coeur (les fours à micro-ondes ne sont pas validés car ne cuisent pas la viande uniformément).

La congélation, avec obtention de température d'au moins - 25°C pendant un temps prolongé permet aussi de tuer les larves de trichine (- 25°C pendant 10 jours et 20 jours pour une épaisseur de la viande de 10 cm et 50 cm, respectivement). Toutefois, la congélation domestique est à déconseiller comme méthode

d'assainissement compte tenu de la cryorésistance de certaines espèces (T. nativa et T. britovi) et de l'augmentation de la cryorésistance d'espèces habituellement sensibles chez certains hôtes (cheval, ours...).

Les larves résistent à la salaison et au fumage.

Enfin, Il convient d'informer le milieu cynégétique des risques relatifs à cette anthropozoonose et des précautions à prendre pour éviter une contamination.

il faut observer de bonnes mesures d'hygiène personnelle lors de la manipulation de la viande de gibier, soit éviter de boire, de manger, de fumer pendant la manipulation de la viande, bien se laver les mains à la fin des manipulations et laver les instruments de travail qui ont été en contact avec la viande de gibier en vue d'éviter la contamination des autres aliments.

Dans ce deuxième chapitre, nous présentons l'étude de séroprévalence de la trichinellose à Tlemcen.

Nous décrivons ensuite, la méthodologie de l'étude, suivie des résultats et de la discussion.

1. Matériel et méthodes :

1- 1. Matériel humain :

Les prélèvements sont représentés par :

Des prélèvements de sang périphérique sur tube sec ou gélosé : 1212 prélèvements effectués chez 1212 personnes, répartis comme suit :

· Des malades se présentant au laboratoire pour différents prélèvements (bilan systématique, ...) ;

· Des sujets sains (groupage sanguin,...);

· Des malades de différents services (médecine nucléaire, chirurgie, médecine interne, gastro-entérologie,...).

Dans les tableaux ci-après, nous rapportons notre effectif selon :

- l'âge et le sexe : Tableau n° III,

- l'origine des communes : Tableau n° IV,

- les services du CHU de Tlemcen pourvoyeurs de ces prélèvements : Tableau n° V.

Tableau n°III: Répartition des patients selon l'âge et le sexe

Adultes				Enfants			Sexe Age
Féminin		Masculin	Sexe Age	Féminin	Masculin	15-25 ans
78		59	0-3 ans	1	2	25-35 ans
98		82	3-6 ans	13	10	35-50 ans
173		201	6-10 ans	9	14	> 50 ans
195		243	10-15 ans	13	21	Total
544		585	Total	36	47	Taille de l'échantillon : 1212 individus

Nous remarquons une légère prédominance masculine au sein des deux groupes, adultes et enfants.

Tableau n°IV: Répartition des patients selon les communes

Commune	Patients	Dar Yaghmouracene	07	Beni Boussaid		00
126	Fellaoucene	17	Marsa Ben M'Hidi	04		Beni Mester
58	Azails	06	Nedroma	18		Aïn Tallout
18	Sebaa Chioukh	05	Sidi Djillali	04		Remchi
86	Terny Beni Hdiel	25	Beni Bahdel	13		El Fehoul
05	Bensekrane	22	El Bouihi	00		Sabra
28	Aïn Nehala	01	Honaïne	24		Ghazaouet
98	Hennaya	40	Tienet	00		Souani
03	Maghnia	05	Ouled Riyah	14		Djebala
12	Hammam Boughrara	02	Bouhlou	10		El Gor
12	Souahlia	08	Beni Khellad	07		Oued Lakhder
26	MSirda Fouaga	02	Aïn Ghoraba	12		Aïn Fezza
79	Aïn Fettah	03	Chetouane	68		Ouled Mimoun
50	El Aricha	24	Mansourah	102		Amieur
08	Souk Tlata	00	Beni Semiel	05		Aïn Youcef
17	Sidi Abdelli	13	Aïn Kebira	14		Zenata
31	Sebdou	35	TOTAL	1212		Beni Snous
34	Beni Ouarsous	09
01	Sidi Medjahed	01

Nous notons une grande diversité de l'origine des sujets prélevés.

Nous avons également remarqué, que la majorité des patients prélevés, vivent ou font des séjours réguliers en zone rurale.

Tableau n°V: Répartition des patients selon les services du CHU de Tlemcen
pourvoyeurs des prélèvements sanguins

Service	Patients	Ophtalmologie		04
200	Médecine interne	13		Microbiologie
99	Rhumatologie	02		Hémobiologie
264	Pneumologie	01		Urologie
02	CCI	12		Néphrologie
05	Cardiologie	06		Maladies infectieuses
14	Gastro-entérologie	58		Médecine nucléaire
102	Hématologie clinique	88		Chirurgie B
47	Psychiatrie	07		Chirurgie A
31	Neurochirurgie	21		ORL
06	Dermatologie	09		OTR
18	Réanimation médicale	10		Neurologie Médicale
15	Gynécologie obstétrique	01		UMC
11	CTS	97		Pédiatrie
23	Médecine Légale	01		Médecine du travail
00	Oncologie	45		Epidémiologie
00	TOTAL	1212

Nous remarquons que les services les plus pourvoyeurs en prélèvements sanguins sont:

· La médecine nucléaire, le CTS et l'hématologie clinique ;

· L'effectif le plus important est constitué par les prélèvements des

laboratoires suivant: > Hémobiologie, > Biochimie,

> Microbiologie.

1- 2. Matériel de laboratoire :

1- 2. 1. Appareillage :

· Centrifugeuse

· Agitateur á barreau magnétique

· Vortex

· Spectrophotomètre (lecteur de plaque ELISA avec filtres á 450 nm et de 650 á 620 nm)

· Imprimante

· Chambre froide pour conservation des échantillons de sérums et réactifs á utiliser (2 - 8 ^°C)

1- 2. 2. Matériel consommable :

· Eprouvette graduée (500 ml)

· Tubes pour dilution des échantillons

· Pipettes (fixes ou réglables): 10 ul, 100 ul, 630 ul

· Flacon hermétique pour la solution de lavage des barrettes (flacon recommandé à ouverture étroite ou celui spécialement fourni s'utilisant avec un laveur automatique)

· Gants en Latex propres

· Portoirs pour tubes á 10 ml

· Papier absorbant

· Paraffine

· Embouts jaunes (volume de faible contenance) et bleus (volume de plus grande contenance)

· Papier pour impression des résultats de lecture des DO

· Bacs pour récupération des déchets

1- 2. 3. Solutions et réactifs :

Les réactifs fournis dans le coffret d'analyse ELISA IgG Trichinella spiralis (IVD Inc.):

· Barrettes tests : micro-puits contenant les antigènes Trichinella- 96 puits sur un support de barrettes ;

· Conjugué enzymatique : un flacon contenant 11ml de Protéine A conjuguée á la peroxydase ;

· Sérum de contrôle positif : un flacon contenant 1 ml de sérum positif dilué de lapin ;

· Sérum de contrôle négatif : un flacon contenant 1 ml de sérum négatif dilué humain;

· Chromogène : un flacon contenant 11 ml de chromogène tétraméthylbenzidine (TMB) ;

· Solution de lavage concentrée (20X) : un flacon contenant 25 ml de tampon concentré et du surfactant ;

· Tampon de dilution : deux flacons contenant 30 ml de solution tampon et protéine ;

· Solution d'arrêt : un flacon contenant 11 ml d'acide phosphorique 1 M.

La solution de lavage concentrée (20X) doit être diluée avant son utilisation, pour cela nous avons utilisé une eau distillée : 25 ml de la solution de lavage concentrée (20X) diluée dans 475 ml d'eau distillée, ce qui nous permet de constituer 500 ml de solution de lavage préte à l'emploi.

1- 3. Méthodes :

1- 3. 1. Devis d'étude, échantillonnage et transport des

prélèvements:

Il s'agit d'une étude descriptive transversale qui vise à déterminer la séroprévalence de la trichinellose dans la communauté Tlemcenienne.

Elle s'intègre dans une enquête destinée à recueillir des données sociales et sanitaires sur un échantillon hospitalier (patients externes et hospitalisés) aléatoire réalisé pour être le plus représentatif de la population.

Brièvement, l'échantillon était tiré au hasard dans la population générale des personnes résidant au niveau de la wilaya de Tlemcen, et qui se sont rendu au centre hospitalo-universitaire (CHU) de Tlemcen pour tous motifs confondus (bilan sanguin systématique, hospitalisation, intervention chirurgicale, suivi postopératoire, consultation médicale,...etc.).

Pour des raisons pratiques, nous nous sommes limités aux prélèvements sanguins provenant des personnes ayant visité le CHU de Tlemcen, malades ou pas, ceci durant la période allant de Décembre 2011 à mars 2012.

Nous nous sommes rendues au CHU de Tlemcen, munies du matériel nécessaire pour la réalisation des prélèvements de sang (épicrâniennes, tubes gélosés et tubes secs), la centrifugation des échantillons se faisait le jour de la réception du prélèvement, et les sérums sanguins étaient alors conservés à +4°C ; nous avons utilisé des glacières pour le transport des prélèvements jusqu'à l'HCA afin de ne pas rompre la chaine de froid et garantir des conditions optimales de conservation.

Le recrutement des patients terminé, la taille de l'échantillon a atteint 1212 patients.

1- 3. 2. Origine géographique de l'échantillon investigué : La wilaya de Tlemcen est située à l'extrême ouest du pays, elle est limitée géographiquement comme suit :

> Au nord par la mer méditerranéenne ;

> A l'est par les wilayas de Sidi Bel Abbes et Aïn Témouchent ; > A l'ouest par le Maroc ;

> Au sud par la wilaya de Naâma.

Conformément à la dernière organisation territoriale du pays, la wilaya de Tlemcen regroupe actuellement 20 daïras et 53 communes (A.N.D.I., 2006).

La population résidente dans la wilaya de Tlemcen a été estimée à 949 135 personnes en 2008, soit 482 364 personnes de sexe masculin et 466 771 personnes de sexe féminin (O.N.S., 2008).

On estimerait actuellement la population Tlemcenienne à environ un million d'habitants.

Wilaya de Sidi Be! Abbes

MAROC

Wilaya d'Aïn Temouchent

Mer Méditérranée

Wilaya de Naama

Figure n°15: Communes de la wilaya de Tlemcen (codes ONS)

01 . Tlemcen
· 02 . Beni Mester
· 03 . Aïn Tallout
· 04 . Remchi
· 05 . El Fehoul
· 06 . Sabra
· 07 . Ghazaouet
· 08 . Souani
· 09 . Djebala
· 10 . El Gor
· 11 . Oued Lakhdar
· 12 . Aïn Fezza

· 13 . Ouled Mimoun
· 14 . Amieur
· 15 . Aïn Youcef
· 16 . Zenata
· 17 . Beni Snous

· 18 . Bab El Assa
· 19 . Dar Yaghmouracene
· 20 . Fellaoucene
· 21 . Azaïls
· 22 . Sebaa Chioukh
· 23 . Terny Beni Hdiel
· 24 . Bensekrane
· 25 . Aïn Nehala
· 26 . Hennaya
· 27 . Maghnia
· 28 . Hammam Boughrara
· 29 . Souahlia
· 30 . MSirda Fouaga
· 31 . Aïn Fetah
· 32 . El Aricha
· 33 . Souk Tlata
· 34 . Sidi Abdelli
· 35 . Sebdou
· 36 . Beni Ouarsous
· 37 . Sidi Medjahed
· 38 . Beni Boussaid
· 39 . Marsa Ben M'Hidi
· 40 . Nedroma
· 41 . Sidi Djillali
· 42 . Beni Bahdel
· 43 . El Bouihi
· 44 . Honaïne
· 45 . Tienet
· 46 . Ouled Riyah
· 47 . Bouhlou
· 48 . Beni Khellad
· 49 . Aïn Ghoraba
· 50 . Chetouane
· 51 . Mansourah

· 52 . Beni Semiel
· 53 . Aïn Kebira

Le climat de Tlemcen, de type méditerranéen, est caractérisé par deux saisons : une saison humide qui s'étend d'octobre à mai avec des précipitations irrégulières et irrégulièrement réparties sur le territoire dans l'espace et dans le temps.

Si la moyenne de la pluviométrie se situe autour de 400 mm, ce chiffre peut atteindre 850 mm dans les monts de Tlemcen et moins de 300 mm au sud de Sebdou.

La température moyenne pour cette saison oscille généralement autour de 10° avec une température minimale absolue pouvant aller jusqu'à moins 6°.

Les hivers sont donc assez rigoureux avec vent, neige et gel..

Une saison sèche : elle va du mois de juin au mois de septembre.

La température moyenne en cette saison oscille autour de 26° avec un maximum pouvant atteindre 40°. La température moyenne annuelle est de 18°.

La situation géographique, les différences d'altitude rendent le climat plus complexe par la création de nombreux microclimats et confèrent à la région de Tlemcen une richesse floristique endémique tant rupicole, messicole que sylvicole, ainsi qu'une faune particulière. (Korti M., 1994)

La connaissance de la faune présente un caractère important pour étudier les tendances à l'origine des différences des habitudes culinaires et des pratiques de chasse, selon les régions et communes de la wilaya.

Les informations présentées concernant la faune Tlemcenienne locale ont été tirées à partir des données du parc national de Tlemcen (2006-2010).

Les espèces animales vivant au sein du Parc national de Tlemcen constituent une richesse naturelle considérable qui reste néanmoins très peu connue vu le nombre très réduit des recherches et études dans ce sens, néanmoins, elles peuvent nous renseigner sur la faune locale tlemcenienne, à laquelle, nous rajoutons les animaux d'élevage communs : bovins, ovins et équidés (surtout le cheval) ; néanmoins il faut savoir que la wilaya ne dispose pas de bouchers agréés délivrant de la viande chevaline.

Une collecte bibliographique ainsi que des observations sur terrain appuyées par des enquêtes auprès des riverains, chasseurs et amateurs de la nature, réalisées par l'équipe technique du Parc a permis de mettre en évidence une liste d'espèces totalisant 201 espèces qui reste non exhaustive vu le manque enregistré pour certaines classes.

Nous nous limiterons dans cette liste qu'aux mammifères et oiseaux, sachant que le parc compte, 18 espèces de reptiles et 07 espèces d'amphibiens :

- Les mammifères :

Ce groupe compte actuellement 21 espèces avec une espèce probable qui est la loutre normalement disparue du territoire du Parc mais qui a été récemment observée ailleurs à proximité des oueds ; sa disparition doit être forcément liée à la disparition de ce type de milieux (plans d'eau.)

On cite l'existence d'espèces comme le chacal doré, le chat forestier, le renard famélique, le caracal très rarement observés et le porc épic qui devient à son tour assez rare.

Le daim introduit en 1988 dans la réserve de chasse à Moutas est souvent observé dans la forét de Haffir et d'après les témoignages de riverains et de chasseurs les gazelles de l'Atlas et de cuvier font apparition de temps à autre dans le territoire du Parc.

Par ailleurs les nouvelles espèces observées sont :

. Gazelle de cuvier (08) : Gazella cuvieri (espèce protégée)

. Gazelle dorcas (09) : Gazella dorcas (espèce protégée)

. Hyène rayée (14) : Hyena hyena (espèce protégée)

. Renard famélique (19) : Vulpes ruppelli (espèce protégée)

Les mammifères les plus chassés sont le lièvre et le lapin sans pour autant que leur densité soit très touchée (nombre de chasseurs non élevé) ;

Par contre le sanglier connait ces années des battues massives suite à sa prolifération qui a causé de grands dégâts aux cultures.

A ce niveau on doit tenir compte du fait de l'absence totale de prédateurs du sanglier dont la régulation des densités sera toujours assurée par les battues administratives.

- Les oiseaux :

Plus de 124 espèces d'oiseaux sont listées.

Ce tableau présente les espèces d'oiseaux récemment répertoriées :

(P) : espèce protégée

L'aire et l'environnement du parc comptaient des espèces qui ont forcément disparu, comme l'aigle ravisseur et l'aigle impérial et peut être méme le milan royal.

Le vautour fauve observé sur les hauteurs de l'Ourit, figurerait parmi les derniers spécimens de cette espèce car apparemment les conditions actuelles ne lui permettent pas de nicher dans la région.

Le petit nombre de percnoptères traduit un manque de ressources pour les charognards, par contre les autres rapaces sont bien représentés.

La huppe fasciée est très recherchée par les riverains mais son caractère fugitif et son envol rapide ne facilite pas toujours sa capture.

Pour ce qui est de la chasse ou du braconnage une enquête auprès des riverains ainsi que des saisies ont révélé une certaine pression sur les rapaces dont les éperviers, les buses et les faucons, des fois méme l'aigle royal ainsi que sur des passereaux dont le plus prisé est certainement le chardonneret.

1- 3. 3. Collecte des données :

Le protocole a été entériné par le comité d'éthique de l'Université Abou Bekr Belkaid de Tlemcen (Annexe (1)).

Après avoir donné un consentement éclairé, les participants ont répondu à un questionnaire, et les échantillons de sang ont été collectés.

1- 3. 4. Questionnaire / Renseignements :

Le questionnaire (Annexe (2)) s'inspirait des outils déjà utilisés par le réseau de surveillance du centre national de référence (CNR) des Trichinella en France.

Les informations qui étaient collectées au cours de l'entrevue portaient sur les caractéristiques sociodémographiques (âge, sexe, niveau de scolarité, commune de résidence, profession), la présence d' animaux domestiques à la maison ou dans l'entourage, la notion de voyage à l'étranger, les caractéristiques liées aux activités de chasse et de trappe, (la manipulation des fourrures et de la viande, le port de gants, le nombre d'années d'activités, les activités de camping, le type d'activités en forêt, les espèces et quantités d'animaux tués ou capturés au cours de la dernière année) et les habitudes alimentaires (fréquence de consommation de viandes peu courantes, crues ou insuffisamment cuites).

2. Diagnostic :

2- 1. Diagnostic d'orientation : (De Bruyne et al., 2006 )

La symptomatologie peut parfois être impressionnante ce qui peut attirer l'attention, il s'agit surtout de la triade : fièvre intense, myalgie et oedème de la face ; les autres symptômes étant très généraux.

Par ordre d'apparition, suivant l'évolution du cycle biologique, chez le malade on peut noter de la diarrhée, de l'asthénie, un rash, une fièvre, des myalgies et un oedème facial. Ces symptômes s'estompent en 4 à 26 jours.

L'anamnèse peut faire état de consommation de viande (notamment de porc, de sanglier ou de cheval à l'état cru, séché (saucisson) ou saignant).

Si cette parasitose est suspectée, on procède au diagnostic biologique.

· Examens biologiques d'orientation: (De Bruyne et al., 2006 ; Dieusaert P., 2005 ; Mougeot G., 1995 ; Poirrier M., 2010)

L'hyper éosinophilie sanguine est le plus souvent de règle, il s'y associe une augmentation des enzymes musculaires et un discret syndrome inflammatoire : L'hémogramme montre alors une hyper leucocytose à 15000 ou 20000 globules blancs par ml caractérisée surtout par une hyper éosinophilie atteignant parfois 60%. Le taux des enzymes musculaires est très élevé: CPK (six fois supérieur à la normale : 20 à 200 UI/l) et secondairement la lactate déshydrogénase (LDH).

Cette élévation souligne la souffrance métabolique des cellules musculaires vers la septième ou huitième semaine de l'infestation.

L'inflammation entraine une accélération de la vitesse de sédimentation (VS) et à la phase aiguë de la maladie, le taux de CRP (Protéine C Réactive) est très élevé.

On note une augmentation des ASAT (55 UI/l) et des ALAT (45 UI/l) seulement chez 10 à 25 % des malades.

Toutes ces perturbations disparaissent en un à trois mois.

On observe une hypoprotidémie.

Le protidogramme est perturbé : augmentation des alpha 1 et des alpha 2 globulines. L'immunoélectrophorèse des protéines montre une élévation des IgM et des IgG, ainsi que de l'haptoglobine et de l'orosomucoïde.

On observe également une hypocholestérolémie et le lipidogramme est également perturbé avec une diminution très nette des lipides totaux.

Enfin on remarque une hypoglycémie (par diminution de l'absorption intestinale des glucides), et une hypocalcémie. Cependant ces derniers signes (hypoprotidémie, hypoglycémie, hypocalcémie) sont peu spécifiques.

Ces éléments orientent le diagnostic, mais la confirmation de la trichinellose ne peut se faire que par les examens parasitologiques ou sérologiques.

2- 2. Diagnostic sérologique:

(De Bruyne A. et al., 2006; Dupouy-Camet et al., 2002 ; Gamble H.R. et al, 2004)

Le diagnostic sérologique consiste en la recherche d'anticorps anti Trichinella dont la détection a une bonne valeur diagnostique.

Les anticorps peuvent être détectables à partir du 15^e jour suivant l'infestation, (délai de positivité des anticorps: de 15 à 30 jours, atteignant le taux maximal en 4 mois). La recherche d'IgA spécifiques dirigées contre les larves L1NN pourrait permettre une détection précoce de l'infection : plus de 80 % des sujets sont séropositifs après 3 semaines (Mendez-Loredo B, 2001).

Le délai d'apparition des anticorps dépend de l'espèce de Trichinella et de la dose infestante (plus celle-ci est faible, plus les anticorps apparaissent tardivement).

Une sérologie négative associée à des signes fortement évocateurs ne doit pas faire éliminer définitivement le diagnostic, et il ne faut pas hésiter à renouveler cet examen quelques jours plus tard.

Les IgG atteignent un maximum en 4 mois et persistent ensuite plusieurs années (Harms G, 1993).

Flusieurs techniques ont été décrites pour la détection de la trichinellose chez l'homme, l'hémagglutination indirecte (HAI), la floculation bentonite, l'agglutination au latex, l'immunofluorescence indirecte et l'ELISA sont les tests les plus couramment utilisés pour le dépistage de la parasitose surtout, le dernier étant le plus sensible (Murrell et Bruschi, 1994;. Dupouy-Camet et al, 2002).

Actuellement, la technique ELISA est la méthode la plus couramment utilisée pour le dépistage de la trichinellose chez l'homme, car elle est économique, fiable, facilement standardisée et fournit un équilibre acceptable entre sensibilité et spécificité. Récemment, il semblerait, que la technique du Western Blot, pourrait apporter une aide au diagnostic de la trichinellose, en confirmant ou infirmant les résultats de l'ELISA .

Nous avons employé lors de notre étude séro-épidémiologique une technique ELISA anti-Trichinella, que nous allons décrire ci-après :

· Source d'antigenes -technique ELISA- : (Gamble H.R. et als, 2004) Dans les années 1970 les antigènes somatiques préparés à partir d'extraits de corps entiers de larves musculaires ont été utilisés pour la technique ELISA dans la détection des anticorps anti- Trichinella chez les porcs (Ruitenberg et al, 1974.; Ruitenberg et als, 1977).

Cet extrait brut de larves, produit à partir des larves musculaires L1 recueillies par digestion artificielle, ne doit pas être utilisé pour les tests sérologiques chez les animaux ou les humains en raison d'une forte probabilité de réactions croisées avec d'autres agents pathogènes.

Par exemple, des réactions croisées se produisent avec des échantillons de sérum provenant d'individus infestés par Loa loa, Toxocara sp, et Anisakis (J. DupouyCamet, communication personnelle; E. Pozio, données non publiées).

Au cours des années 1980, la spécificité du test ELISA a été améliorée par l'utilisation des antigènes d'excrétion-sécrétion (ES) obtenus à partir de l'incubation in vitro de larves musculaires L1 de Trichinella (Gamble et al., 1983).

Ces antigènes, provenant de sécrétions larvaires, sont de structure glycoprotéique. Les informations concernant les antigènes de Trichinella ont été résumées par Appleton et al. (1991) et Ortega-Pierres et al. (1996).

L'épitope immuno-dominant de l'antigène reconnu par les animaux et les humains infestés par Trichinella spiralis, ou par d'autres espèces de Trichinella actuellement connue, est le groupe TSL-1.

Les antigènes TSL-1 se trouvent dans les cellules des stichocytes et sur la surface de la cuticule du parasite; ils sont activement sécrétés par les larves musculaires L1.

Ces antigènes sont produits pour usage diagnostique par culture in vitro de larves musculaires isolées ou par des méthodes biochimiques de récupération de ce même stade parasitaire.

Les Méthodes de préparation de ces antigènes ont été publiés(Gamble et al, 1983;. Seawright et al, 1983;. Grencis et al, 1986;. OIE, 2000) (pour une description détaillée des méthodes).

Comme indiqué précédemment, les épitopes antigéniques TSL-1 reconnus par les anticorps anti-Trichinella des animaux et humains infestés sont communs à toutes les espèces encapsulées et non encapsulé (Appleton et al., 1991).

Par conséquent, l'antigène Trichinella peut être systématiquement préparés à partir de larves musculaires de T. spiralis, car cette espèce est facilement maintenue sur des souris de laboratoire, et utilisé pour détecter une infection par des espèces de Trichinella par ELISA.

Les antigènes TSL-1 partagent un épitope glucidique commun (le tyvelose), qui a été synthétisé (Reason et al, 1994;.. Wisnewski et al, 1993).

Le Tyvelose synthétique est disponible dans le commerce (Safe-Path Laboratoires, LLC, Carlsbad, CA), et a été évalué dans plusieurs projets de recherche, où ses performances se comparaient favorablement avec les antigènes ES lors de tests sur les humains, les porcs et d'autres animaux (Gamble et al, 1997; Bruschi. et al, 2001;. Owen et al, 2001;. Pozio et al,.2002a).

L'antigène carbohydrate synthétique offre les avantages de la stabilité et de la standardisation. Il a été démontré qu'il offre une plus grande spécificité, chez de nombreuses espèces, mais peut sacrifier de la sensibilité.

Des rapports récents sur d'éventuelles réactions croisées obtenues avec l'antigène tyvelose et la preuve que des glycanes contenant du tyvelose dans d'autres oeufs de nématodes, soutiennent qu'il faudra d'autres études pour mieux définir sa spécificité (Dea-Ayuela et al, 2001;.. Pozio et al, 2002a).

L'immunofluorescence indirecte (IFI) (Figure n°16) et surtout la méthode ELISA sont alors les deux méthodes les plus utilisées pour le dépistage, mais de nombreuses méthodes sérologiques ont été décrites.

L'IFI utilise comme antigène soit des coupes de muscles de rats trichinés (diaphragme) soit des larves extraites de leur kyste par digestion chlorhydropepsique des muscles.

L'inconvénient réside dans le fait qu'il y a une possibilité de réaction croisée, à des taux faibles, avec d'autres helminthes.

Figure n°16 : Larve de Trichinella en immunofluorescence indirecte

La méthode la plus largement utilisée reste alors la méthode ELISA qui est beaucoup plus récente.

Elle a donné des résultats très prometteurs (spécificité : 77-87%) (J. Dupouy-Camet, communication personnelle).

Cette dernière permet de détecter plus précocement les anticorps IgG que l'IFI. Les tests ELISA sont très sensibles mais ont une spécificité plus faible.

Le Western Blot permet donc la distinction des réactions croisées (sensibilité : 99%) (Figure n°17) et donc la confirmation des méthodes de dépistage.

Il utilise comme antigènes un extrait larvaire de T. spiralis.

L'interprétation du test (présence de 3 bandes spécifiques : 43, 44 et 64 kDa) tient compte de la présence d'anticorps spécifiques dirigés contre les antigènes de la famille du groupe TSL-1.

Figure n°17: Aspect d'immunoempreinte (Western Blot). (De Bruyne et al., 2006) Profil 1 : profil négatif chez un patient avec un test de dépistage (ELISA) positif. Profil 2 : profil positif (présence de 3 bandes à 43, 44 et 64kDa).

Profil 3 : profil négatif.

· Diagnostic de laboratoire de l'échantillon étudié:

Les échantillons de sang ont été analysés pour vérifier l'éventuelle présence d'anticorps anti-Trichinella.

Le diagnostic de laboratoire a consisté en une sérologie par la technique immunoenzymatique (ELISA) pour la détection des anticorps IgG anti-Trichinella (IVD Inc.) (Annexe (3)).

Le diagnostic parasitologique de certitude n'a pas pu être réalisé au cours de notre étude, néanmoins, nous avons jugé utile de le rappeler.

2- 3. Diagnostic parasitologique de certitude:

(Ripert C., 2007; In : Poirrier M., 2010)

Il est rarissime de retrouver les larves de Trichinella dans le sang ou dans les selles. De même, les adultes sont très rarement identifiés dans les selles puisque lysés dans le tube digestif.

On peut en trouver quelquefois dans le liquide du tubage duodénal ou dans le liquide céphalo-rachidien s'il y a eu une atteinte méningée.

Le meilleur moyen pour rechercher la présence du parasite est la biopsie musculaire. Mais cet examen ne sera positif qu'après enkystement des larves dans les muscles après la quatrième semaine.

La biopsie est pratiquée au trocart (mais les pièces sont petites) ou au bistouri (mais il persiste une cicatrice).

Elle est effectuée soit au niveau du deltoïde (assez près de la tête humérale), triceps, quadriceps et des muscles intercostaux, soit au niveau des muscles les plus atteints selon les myalgies et les données de l'électromyogramme.

On procède à un examen complet de la pièce, par écrasement entre lame et lamelle. Il permet de voir rapidement les larves enkystées dans leur intégralité par examen direct au microscope.

Une autre technique consiste à faire digérer la pièce opératoire par une solution chlorhydropepsique : les larves sont ainsi libérées et bien visibles (digestion artificielle).

L'intérêt des biopsies est double : elle permet la confirmation du diagnostic et l'isolement puis le typage de la souche après transfert à un animal réceptif (souris immunodéprimée par injection de cyclophosphamide) ou directement par amplification génomique (réservée à un laboratoire spécialisé).

La spécificité de la biopsie musculaire est quasi parfaite mais sa sensibilité est médiocre, notamment dans les faibles infestations (inférieures à une larve par gramme de muscle). Cette technique est réservée, soit au dépistage des premiers cas (cas index) qui posent un problème diagnostique, soit aux formes graves hospitalisées non confirmées par d'autres techniques (De Bruyne et al., 2006).

Enfin, l'étude anatomopathologique de la pièce (fixation, coupe et coloration) visualise non seulement la larve mais aussi la réaction inflammatoire.

La prescription de la biopsie musculaire pose souvent un problème éthique ; sa

rentabilité est maximale quelques jours après la guérison clinique du malade et elle n'apporte pas de bénéfice au patient. Elle est donc rarement pratiquée et reste réservée soit au dépistage des cas qui posent un problème diagnostique, soit aux formes graves hospitalisées non confirmées par d'autres techniques.

2- 4. Diagnostic différentiel : (De Bruyne A. et al., 2006)

Les premiers cas de trichinellose qui se déclarent sont souvent ignorés ou attribués à un banal syndrome grippal surtout en période hivernale épidémique. L'hyperéosinophilie permet de redresser le diagnostic.

Une toxi-infection alimentaire ou une salmonellose peut être suspectée en cas de diarrhée fébrile mais, en cas de trichinellose, les coprocultures sont négatives et la survenue de myalgies doit attirer l'attention.

D'autres causes de myosite peuvent également être confondues : polymyosite idiopathique, dermatomyosite, connectivites (Churg-Strauss), pyomyosites bactériennes et éventuellement sarcoïdose et cysticercose.

Le diagnostic repose alors sur la biopsie musculaire et le sérodiagnostic.

Le syndrome éosinophilie - myalgie, d'individualisation récente, est exceptionnel et incite à rechercher une éventuelle consommation de dérivés du L-tryptophane.

La myalgie épidémique estivale de Bornholm, due à un virus coxsackie, ne s'accompagne pas d'hyperéosinophilie.

Une distomatose ou une toxocarose peuvent également être évoquées devant une forte éosinophilie accompagnée de fièvre.

Plus rarement, on pourra évoquer une hydatidose rompue, une hypodermose, ou une bilharziose en phase d'invasion, qui peut parfois s'accompagner d'un oedème facial.

2- 5. Confirmation de cas : (De Bruyne et al., 2006)

La confirmation de cas véritables, s'appuie sur plusieurs critères, en particulier en cas de limites de tel ou tel moyen de diagnostic :

- soit une biopsie musculaire objectivant une ou plusieurs larves de Trichinella sp associée à une clinique suggérant la trichinellose (triade symptomatique +++),

- soit une sérologie positive en IFI, ELISA et/ou Western Blot avec des signes et symptômes récents de trichinellose

- soit au moins trois des arguments cliniques ou biologiques suivants suggérant la trichinellose : éosinophilie supérieure à 500 cellules par mm³, fièvre, myalgie, oedème péri orbital.

Nous présentons ci-dessous un algorithme diagnostique des trichinelloses chez l'homme (De Bruyne et al., 2006).

Groupe Caractéristiques

A Fièvre

OEdèmes de la face et périorbitaire

Myalgies

B Signes neurologiques

Signes cardiaques

Conjonctivite

Hémorragie sous-unguéale

Éruptions cutanées (exanthème maculopapulaire) Diarrhée

C Éosinophilie (>1G/l) et/ou élévation des IgE totales

Élévations des enzymes musculaires (CPK, aldolase)

D Sérologie positive avec présence d'anticorps spécifique
Séroconversion

Biopsie musculaire positive

Le diagnostic de trichinellose est :

peu probable : lors de la présence d'un signe A ou d'un signe B ou d'un signe C ; suspect : lors de l'association d'un signe A ou de deux signes B et d'un signe C ; hautement probable : lors de l'association de trois signes A et de deux signes C ; certain lors de l'association de trois signes A, deux C et un D ou lors de l'association de quelques signes A ou B, d'un C et un D.

Une enquête épidémiologique (puisqu'un porc permet de nourrir plus d'une cinquantaine de personnes et un cheval plus d'un millier) doit affirmer le diagnostic, et des mesures adéquates doivent être prises.

3. Résultats :

Dans cette section, nous présentons la compilation des données sérologiques obtenues, la revue des dossiers médicaux pour les patients avec des sérologies positives et les résultats des analyses univariées réalisées pour mettre en lumière les facteurs en relation avec la séroprévalence documentée dans notre échantillon.

Rappelons qu'au total, 1212 patients ont fourni des échantillons de sang pour notre étude.

L'age moyen de l'ensemble des patients est d'environ 38 ans avec une étendue de 2 ans à 81 ans.

Il y avait 580 personnes de sexe féminin (âge moyen de 42 ans environ) avec une étendue de 2 ans à 78 ans ; et 632 personnes de sexe masculin (âge moyen de 34 ans environ) avec une étendue de 2 ans et demi à 81 ans.

3- 1. Résultats des sérologies anti-Trichinella de l'échantillon étudié : Sur un total de 1212 échantillons de sang collectés, nous avons obtenu 4 cas présentant une sérologie ELISA (IVD Inc.) positive pour Trichinella sp, ce qui correspond à une séroprévalence de 0,33 %

Les résultats des sérologies anti-Trichinella de l'échantillon investigué, réalisées par la technique ELISA (IVD Inc.) sont présentés dans le tableau n°VI.

Tableau n°VI: Résultats globaux des sérologies répartis selon le sexe

Sérologie	Sexe féminin	Sexe masculin			Positive
03	01	04		Négative
577	631	1208		TOTAL
1212

Pour déterminer le Khi2 observé pour chaque échantillon de l'expérience, on applique la formule suivante:

Khi2 = (fréquence observée - fréquence théorique) 2 / fréquence théorique

Pour tirer une conclusion sur la dépendance (H1) (hypothèse alternative) ou l'indépendance (H0) (hypothèse initiale ou nulle), on somme tous les Khi2 observés et on compare ensuite la valeur globale à une valeur de la table de Khi2, selon :

· La valeur du degré de liberté (DDL) qui se calcule de la manière suivante : (k-1). (r-1) avec k le nombre de colonnes et r le nombre de lignes du tableau étudié.

· L'intervalle de confiance : nous avons adopté un intervalle de confiance de 95%, la marge de confiance est donc assez importante et le risque d'erreur est de 5% seulement.

Si le khi2 observé est plus grand que le Khi2 théorique, alors on rejette l'hypothèse nulle (H0) et on adopte donc H1 qui signifie que les deux critères (variable et sérologie) sont dépendants, qu'il y a donc un lien entre eux au seuil du risque de 5%.

Le test du Khi2 calculé pour le tableau n°VI est de 1,185 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est inferieure à celle théorique : 3,841.

Du fait de la sensibilité du test du Khi2, à la fois à l'effectif total (qui doit être important, condition respectée) ainsi qu'à celui des cases (dans notre cas, 2 cases parmi 4 présentent un effectif inferieur à 5), nous avons jugé utile d'apporter une correction au test du Khi2 par le V de Cramer, qui se calcule de la manière suivante : la valeur du ÷² calculé est divisée par l'effectif total lui-même multiplié par la plus petite dimension du tableau (nombre de lignes ou de colonnes) à laquelle on aura enlevé un. Puis on fait la racine carrée de tout ça :

La valeur du V est toujours comprise entre 0 et 1, plus le V est élevé (proche de 1), plus la dépendance entre les deux variables est forte. Plus le V est faible (proche de 0), plus les variables se rapprochent de l'indépendance.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,031

Par conséquent, nous pouvons dire qu'il n'y a pas de différence significative entre les résultats des sérologies anti-Trichinella réalisées pour les deux populations : féminine et masculine (variables indépendantes : sérologies et sexe masculin ou féminin).

3- 2. Revue des dossiers médicaux :

Nous avons recherché dans les dossiers médicaux -essentiellement des malades hospitalisés- des informations sur les manifestations cliniques qu'auraient présentées les personnes chez qui une sérologie anti-Trichinella positive ou douteuse a été documentée.

Les dossiers médicaux ont été vérifiés en fonction des périodes de persistance des anticorps: les 5 dernières années pour les patients ayant une sérologie positive pour Trichinella sp (cela était réalisable chez seulement deux patients).

Parmi les 04 patients investigués :

· 2 n'avaient présenté aucun tableau clinique d'une quelconque pathologie (leur prélèvement était réalisé dans le cadre d'un bilan systématique),

· et pour les 2 restants, la symptomatologie clinique se confondait avec leur pathologie sous-jacente.

3- 3. Résultats des examens biologiques réalisés :

Tous nos patients (04) qui avaient présenté une sérologie positive anti-Trichinella, par la technique ELISA (IVD Inc.), avaient des taux de CPK et de LDH dans les normes. Les polynucléaires éosinophiles étaient explorés chez 3patients parmi les 04 cités, leur nombre était également dans les normes.

La vitesse de sédimentation (VS) était calculée les 4 patients, elle était dans les normes sauf pour un, la VS était légèrement accélérée (14 mm à la première heure).

3- 4. Distribution des variables :

Nous avons étudié les facteurs de risque suivants pour la trichinellose :

· consommation de viandes peu cuites,

· consommation de gibiers,

· consommation de viande chevaline,

· consommation de viande inhabituelles (chameau, gazelle, renard, sanglier),

· pratiques de chasse ou de trappe,

· notion de voyage à l'étranger.

Le tableau n°VII présente la distribution des fréquences des variables en rapport avec la consommation de viandes peu cuites (25 patients), de gibiers (460 patients), de viande chevaline (5 patients) ou autres (chameau, gazelle, renard, sanglier) (42 patients), les pratiques de chasse ou de trappe (10 patients) et la notion de voyage à l'étranger (402 patients).

Tableau n°VII: Distribution des fréquences de certaines variables dans la
population étudiée

	Consommation de viandes peu cuites	Consommation de gibiers	Consommation de viande chevaline	Consommation de viande inhabituelle	Chasse ou trappe		Notion de voyage à l'étranger	Fréquence
2,06 % (25 patients)	37,95 % (460 patients)	0,41 % (5 patients)	3,46 % (42 patients)	0,82 % (10 patients)	33,17 % (402 patients)

3- 4. 1. Influence de la variable consommation de viandes bien ou peu cuites :

Tableau n°VIII : Distribution de la variable « consommation de viande bien ou peu
cuite » dans la population étudiée

Sérologie Variable Consommation de viande peu cuite	Positive		Négative
	25		Consommation de viande bien cuite
04	1183

Le test du Khi2 calculé est de 0,085 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est inferieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,0084

Par conséquent, nous pouvons dire qu'il n'y a pas d'interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la consommation de viande bien ou peu cuite, dans la population étudiée.

3- 4. 2. Influence de la variable consommation ou non de gibiers :

Tableau n°IX : Distribution de la variable « consommation ou non de gibiers » dans
la population étudiée

Sérologie Variable	Positive		Négative	Consommation de gibiers
04	456		Non consommation de gibiers
00	752

Le test du Khi2 calculé est de 6,56 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est supérieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,073

Nous notons alors, qu'il existe une interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la consommation de gibiers, dans la population étudiée.

3- 4. 3. Influence de la variable consommation ou non de viande chevaline :

Tableau n°X : Distribution de la variable « consommation ou non de viande
chevaline » dans la population étudiée

Variable

Consommation de viande
chevaline

Non consommation de
viande chevaline

Sérologie

Positive

02

02

Négative

1205

03

Le test du Khi2 calculé est de 240,197 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est largement supérieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,445

Nous notons alors, qu'il existe une interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la consommation de viande chevaline, dans la population étudiée.

3- 4. 4. Influence de la variable consommation ou non de viandes inhabituelles :

Tableau n°XI : Distribution de la variable « consommation ou non de viandes
inhabituelles » dans la population étudiée

Variable

Sérologie

Positive

Négative

Consommation de
viandes inhabituelles

01

41

Non consommation de
viandes inhabituelles

03

1167

Le test du Khi2 calculé est de 5,564 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est supérieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,068

Nous notons alors, qu'il existe une interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la consommation de viandes inhabituelles (chameau, gazelle, renard, sanglier), dans la population étudiée.

3- 4. 5. Influence de la variable pratique de chasse ou de trappe :

Tableau n°XII : Distribution de la variable « pratiques de chasse ou de trappe» dans
la population étudiée

Sérologie Variable	Positive		Négative	Pratiques de chasse ou de trappe
00	10		Absence de la notion de pratiques de chasse ou de trappe
04	1198

Le test du Khi2 calculé est de 0,033 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est inférieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,0052

Nous notons alors, qu'il n'y a pas d'interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la notion de pratiques de chasse ou de trappe, dans la population étudiée.

3- 4. 6. Influence de la variable notion de voyage à l'étranger :

Tableau n°XIII : Distribution de la variable « notion de voyage à l'étranger» dans la
population étudiée

Variable

Sérologie

Positive

Négative

Notion de voyage àl'étranger

03

399

Pas de notion de voyage àl'étranger

01

809

Le test du Khi2 calculé est de 3,167 ; pour un degré de liberté (DDL) égale à 01 et pour un intervalle de confiance de 95 %, cette valeur calculée est inférieure à celle théorique : 3,841.

Le V de notre tableau est égal à : V= 0,051

Nous notons alors, qu'il n'y a pas d'interaction statistiquement significative, entre la positivité de la sérologie anti-Trichinella et la notion de voyage à l'étranger, dans la population étudiée.

4. Discussion :

Cette étude séro-épidémiologique a permis d'investiguer, à partir de la persistance des anticorps secondaires à l'infection, les personnes qui ont été en contact avec Trichinella sp.

Nous discutons ici les résultats de la séroprévalence de cette anthropozoonose, la trichinellose, en regard de la littérature, et en particulier, des prévalences et des facteurs de risque connus dans les autres communautés et territoires du monde déjà investigués.

Dans le cadre de la présente étude, nous avons obtenu des taux de participation relativement importants (1212 pour 1 million d'habitants).

Même si l'échantillon à l'étude a été choisi de façon à être représentatif de la population générale de la wilaya de Tlemcen, il y a lieu de se questionner sur la validité externe des résultats présentés. Malgré tout, nous croyons que l'étude fournit des données fortes intéressantes pour cette population concernant leur exposition à la trichinellose en lien avec leur mode de vie.

Une séroprévalence de 0,33 % a été obtenue pour Trichinella sp.

Cette valeur a été comparée à celles rapportées dans d'autres régions déjà étudiées, comme par exemple :

? En Indonésie (Chomel BB., et als, 1993), où la majorité de la population est musulmane ne consommant, à fortiori, pas de porc ou de viande de carnivores, la prévalence du portage des anticorps anti-Trichinella sp a été estimé à 19,5 % dans une population composée de jeunes enfants et d'adolescents au niveau

de l'île de Bali, qui sont apparemment en majorité hindous ; ce qui est nettement supérieure à la valeur obtenue dans la région de Tlemcen, indiquant

une certaine incohérence entre les données des expositions de ces deux populations, ce qui serait dû à des facteurs de risque, qui seraient inexistants dans nos contrés (Les habitudes alimentaires et la mauvaise hygiène peut expliquer la fréquence des infestations par Trichinella chez les enfants et les adolescents à Bali).

· Par contre, une autre étude en Biélorussie (Skripova L.V. et al ; 1994), région

de culture et de moeurs très différentes par rapport aux nôtres, a conclue à une

séroprévalence de 0,55 %, valeur très proche de celle que nous avons obtenu.
· En Chine (Cui J., et als, 2011), une étude séro-épidémiologique, a déterminée

une séroprévalence globale de 3,19 %.

Les taux étaient différents selon les régions, par exemple ceux les plus élevés

étaient enregistrés dans les régions occidentales, où les gens avaient des habitudes alimentaires particulières, comme manger de la viande crue, surtout celle du porc (surtout les Thaïlandais et même les Tibétains).

On remarque que les séroprévalences Tlemcenienne et Chinoise sont différentes, ce qui serait du à des habitudes culinaires et des moeurs religieuses complètement différentes.

En raison de méthodes d'échantillonnage populationnel ou encore d'analyses de laboratoire qui peuvent différer de la présente étude, les résultats de séroprévalence de la trichinellose issus des autres études menées dans le monde au cours des dernières années ne sont pas toujours aussi comparables.

Néanmoins, les données de ce travail peuvent nous aider à estimer l'importance relative des résultats rapportés ici.

En fonction des facteurs de risque précédemment étudiés, nous remarquons que les deux groupes, ceux ayant une sérologie anti-Trichinella positive et ceux ayant une sérologie négative, présentent une différence de fréquences qui ne serait statistiquement pas due au hasard, selon le test du Khi2.

La consommation de gibiers, de viande chevaline ou d'autres types de viandes pas très courantes (dans notre cas il s'agissait surtout de la viande de chameau, de sanglier, de gazelle et même de renard), sont des variables à prendre en compte, car il existe bel et bien une dépendance entre une sérologie anti-Trichinella positive et ces facteurs de risque.

Dans le cadre de l'interprétation des sérologies anti-Trichinella ELISA (IVD Inc.) des patients investigués, nous avons considéré qu'une densité optique supérieure à 0,1 et inférieure à 0,3 était en faveur d'un faux négatif et donc considéré comme un résultat douteux.

Nous avons obtenu 12 sérologies à réaction douteuse.

Nous avons donc testé la spécificité :

· Avec d'autres parasitoses :

+ Distomatose :

Sérodiagnostic de la distomatose par hémagglutination indirecte (FUMOUZE®).

La réaction est considérée comme significative en faveur d'une distomatose évolutive pour un titre = 1/320.

7 sérums ont présenté une réaction négative et les 5 sérums restants ont donné une réaction douteuse au titre = 1/160, ce qui pourrait être expliqué par une éventuelle communauté antigénique entre les deux helminthes : Trichinella et Fasciola.

+ Bilharziose :

Sérodiagnostic de la bilharziose par hémagglutination indirecte (FUMOUZE®). La réaction est considérée comme significative en présomption d'une bilharziose évolutive pour un titre = 1/160.

Les sérologies des 12 sérums sont revenues négatives.

+ Toxocarose :

Sérodiagnostic de la toxocarose par la technique immuno-enzymatique ELISA (IVD Inc.).

La réaction est considérée comme positive en présomption d'une toxocarose, pour une absorbance lue supérieure ou égale à 0.3 unités de DO.

Les sérologies des 12 sérums sont revenues négatives.

+ Leishmaniose :

Les sérologies des 12 sérums sont revenues négatives.

+ Toxoplasmose :

Sérodiagnostic de la toxoplasmose par la technique immuno-enzymatique ELISA (Bio Advance).

La réaction est quantitative et le seuil considéré en présomption d'une toxoplasmose, est de 50 UI/ml (pour les IgG).

5 sérums ont présenté des taux d'IgG > 50 UI/ml, et les 7 restants ne renfermaient pas d'anticorps anti-Toxoplasma.

· Avec des maladies auto-immunes :

2 sérums présentant des anticorps anti-mitochondries de type II, 2 présentant des anticorps anti-estomac, 12 présentant des anticorps anti-nucléaires, 15 présentant un facteur rhumatoïde positif, et un présentant une cirrhose auto-immune, ont été testés. Deux sérums dont un présentant un facteur rhumatoïde positif et l'autre une cirrhose auto-immune, ont donné un résultat douteux avec le Test ELISA Trichinella IgG (IVD Inc.).

· Avec des processus cancéreux :

12 sérums provenant de malades présentant un cancer thyroïdien, 10 présentant un cancer du sein, 5 présentant un cancer du col de l'utérus, 28 présentant des cancers hématologiques (toutes étiologies confondues), 7 présentant un cancer du rein et 2 présentant un cancer du poumon, ont été testés.

4 sérums de cancéreux ont donné un résultat douteux avec le Test ELISA Trichinella IgG (IVD Inc.).

Dans ce genre de cas, il est très difficile de donner une conclusion satisfaisante car beaucoup de tableaux de cancers s'accompagnent d'un taux anormalement élevé d'anticorps, qui peut de ce fait interférer lors de sérologies réalisées dans le cadre de la recherche d'une parasitose par exemple, comme c'est le cas pour la trichinellose, par conséquent, il peut s'agir d'une simple interférence.

· Avec des infections virales :

15 sérums de sidéens, 16 présentant une hépatite (B ou C), ont été testés.

Aucun des sérums testés n'a donné une réaction significative avec le Test ELISA Trichinella IgG (IVD Inc.).

· Avec des infections bactériennes :

5 sérums de tuberculeux ont été testés.

Aucun des sérums testés n'a donné une réaction significative avec le Test ELISA Trichinella IgG (IVD Inc.).

En conclusion, nous pouvons dire que l'interprétation de la sérologie ELISA anti- Trichinella est délicate, elle associe la recherche des facteurs de risque, précédemment décrits, la symptomatologie du patient, l'éventuelle existence d'une pathologie sous jacente et bien sûr la sensibilité individuelle de chaque patient.

De ce fait, il existerait des faux positifs, par interaction avec d'autres parasitoses (particulièrement avec des helminthoses, notion de communauté antigénique), ou lors de certains états pathologiques particuliers, comme les cancers ou les maladies autoimmunes, où on note des taux énormes d'anticorps qui pourraient interférer avec la sérologie anti-Trichinella. Ainsi que des faux négatifs ou douteux, lors des mêmes situations que celles rencontrées avec les faux positifs mais à des taux moindres, ou bien lors de cas témoignant d'une infection très ancienne, où le taux d'anticorps est devenu trop bas.

La confirmation par une autre technique sérologique de sensibilité supérieure, le Western Blot n'a malheureusement pas pu être réalisée du fait de sa non disponibilité au niveau de notre laboratoire.

Conclusion :

Cette étude séro-épidémiologique permet d'avoir une première idée sur la trichinellose dans la région de Tlemcen.

Elle fournit la séroprévalence de cette anthropozoonose ainsi que les facteurs de risque qui lui sont associés pour la population générale des adultes et des enfants de la région de Tlemcen.

Nous avons obtenu un taux de séroprévalence de la trichinellose de 0,33 % et nous avons pu identifier quelques facteurs de risque associés à cette anthropozoonose.

La consommation de gibiers, de viande chevaline ou autres viandes inhabituelles (chameau, gazelle, renard, sanglier), sont significativement associées à la séropositivité pour Trichinella.

La population devrait être informée de l'existence de la trichinellose et des mesures à prendre pour en prévenir la transmission notamment :

· le lavage des mains avec de l'eau et du savon après avoir manipulé des animaux, des cadavres d'animaux ou de la viande crue ainsi qu'avant de toucher ou de manger des aliments.

· le port de gants imperméables (caoutchouc ou latex) et de vêtements protecteurs (combinaison, bottes et lunettes) au moment du nettoyage et de la préparation du gibier et des animaux à fourrure.

· la non-consommation de la viande crue ou insuffisamment cuite, et le
nettoyage de la planche à découper et tous les ustensiles de cuisine.

Il en est de même pour le personnel médical concernant les signes et symptômes de la trichinellose, de façon à les rechercher, en particulier en présence de symptômes compatibles et d'une fièvre élevée inexpliquée.

En effet, l'intensité de l'expression de la trichinellose est variable, elle peut être asymptomatique, discrète, se déclarant dans le cadre d'une toxi-infection alimentaire ou être très grave voire mortelle.

Au delà de 1000 larves par gramme de muscle, le pronostic est très sombre et la survie peu probable.

L'intensité des signes est aussi en rapport avec la sensibilité individuelle de chaque patient.

Par conséquent, la trichinellose ne se manifeste cliniquement que chez un petit nombre de sujets parasités ayant ingérés un grand nombre de larves et de ce fait de nombreux cas sporadiques passeraient inaperçus (Losson B., 1994).

Enfin, avec un peu plus de 5000 cas publiés en Europe, la trichinellose est classée comme une maladie rare « Orpheline » déclarée par une groupe appelé Rare Diseases Task Force (RDTF), qui présente comme objectifs d'élaborer une stratégie commune et de conseiller la direction de la santé publique de la commission européenne (SG SANCO, Public Health and Consumer Protection Directorate Genera et DG SANCO, Direction générale santé et consommation) sur les maladies rares et les médicaments orphelins, ceci afin de tenter de venir à bout des difficultés liées aux maladies orphelines (Lamoril J., et als, 2007) :

· l'errance diagnostique,

· l'absence d'information tant sur l'accès aux médecins spécialistes des maladies rares que sur les maladies rares elles-mêmes ;

· le manque de données scientifiques que ce soit pour le diagnostic, pour la prévention ou le traitement ;

· l'inégalité d'accès aux médicaments : certains nouveaux médicaments ne sont pas accessibles à tous ;

· le manque de formation des médecins aux maladies rares : outre l'ignorance de nombreux médecins sur l'existence de maladies rares, d'autres difficultés peuvent apparaître.

Nous espérons que cette étude soit poursuivie par un échantillon représentatif, de la population de Tlemcen, afin de situer son importance.

Elle ouvre donc, des perspectives certaines, pour la connaissance de cette parasitose.

Annexe (1)

Annexe (2)

Fiche de renseignements -Trichinellose-

Identification du patient:

NOM			PRENOMS
		AGE
EMARGEMENT

Race/Nationalité: Profession:

Commune de résidence: Clinique:

Symptomatologie	OUI	NON	NSP		Complications	OUI	NON		NSP	Troubles digestifs
									Fièvre> 39°C
									Myalgies
									OEdème facial
Autres:

Nombre de cas familiaux ou dans l'entourage

Date supposée de la contamination

Lieu supposé de la contamination

Cause supposée: Sanglier	Cheval	Porc	Autre			Provenance: Détaillant
Grande surface	Chasse	Restaurant	Autre

Mode de préparation de la viande: Activité de chasse/ gibier:

Examens complémentaires:

Biochimie	OUI	NON	NSP		Hémogramme	OUI	NON		NSP	CPK
									LDH
									ASAT-ALAT
									Hypoglycémie

Annexe (3)

Test ELISA Trichinella IgG (EIA-3521) / IVD- BIO advance- DRG
International, Inc. USA

Indication :

La sérologie ELISA Trichinella spiralis IgG est utilisée en diagnostic In Vitro, elle est destinée au screening qualitatif des anticorps IgG dirigés contre Trichinella dans le sérum.

Principe du test :

Les puits de la microplaque sont coatés avec l'antigène Trichinella, qui est un antigène d'excrétion-sécrétion (ES) purifié de la larve de porcs infectés de haut degré de spécificité pour Trichinella spiralis.

Durant la première incubation avec les sérums de patients dilués, tout anticorps qui réagit avec l'antigène se fixe sur les puits coatés.

Après une étape de lavage pour éliminer le reste de l'échantillon, le conjugué enzymatique est ajouté. Si les anticorps se sont fixés sur les puits, le conjugué enzymatique doit donc se fixer à son tour à ces anticorps.

Après d'autres séries de lavages, un chromogène (tétraméthylbenzidine ou TMB) est ajouté. Si le conjugué enzymatique est présent, la péroxydase va catalyser une réaction qui consommera le péroxyde et transforme la couleur du chromogène du clair au bleu.

L'addition de la solution d'arrêt termine la réaction et change la couleur bleue en une couleur jaune brillant.

La réaction peut alors être lue visuellement ou avec un lecteur ELISA .

Précautions d'utilisation des réactifs :

· Ne pas utiliser les solutions si elles ont précipité ou sont devenues troubles. La solution de lavage concentrée peut cristalliser au cours de la conservation à 2-8°C. La cristallisation doit disparaître après sa dilution.

· Ne pas utiliser un sérum qui peut avoir subi une croissance microbienne, ou s'il est trouble à cause d'un contenu lipidique élevé. Les échantillons avec des contenus en lipides élevés doivent être clarifiés avant utilisation.

· Traiter tous les sérums comme potentiellement infectieux. Le contrôle négatif a été testé et trouvé négatif pour l'antigène de surface de l'Hépatite B et pour l'anticorps anti-VIH par les méthodes de tests recommandées. Ce produit doit être utilisé dans le respect des conditions de sécurité appropriées qui doivent être respectées pour tout agent infectieux potentiel.

· Ne pas ajouter les azides aux échantillons ou à tout autre réactif.

Réalisation du test : (figure n°18)

1. Prélever le nombre de puits nécessaires (deux pour les contrôles plus le nombre d'échantillons à tester) et placer les sur le support de barrettes.

2. Ajouter 100 ul (ou deux gouttes) du contrôle négatif dans le puits N°1, 100 ul du contrôle positif dans le puits N°2 et 100 ul d'échantillons dilués au 1:64 à tester dans les puits restants (faire une dilution des sérums des patients au 1:64 avec le tampon de dilution : nous avons choisi la combinaison : 10 ul de sérums et 630 ul de tampon de dilution).

Remarque : les contrôles négatif et positif sont fournis pré-dilués. Ne pas les diluer.

3. Incuber à température ambiante (15 à 25°C) pendant 10 minutes.

4. Eliminer le contenu et laver 3 fois avec le tampon de lavage dilué. Taper la plaque contre le papier absorbant pour éliminer l'excès d'humidité. Remarque : les lavages se font par : remplissage des puits jusqu'à ra-bord, élimination du contenu et remplissage. Eviter la formation des bulles d'air dans les puits durant les étapes de lavage.

Nous avons utiliser durant cette étape un laveur automatique que nous avons réglé selon les modalités de lavage stipulées sur le kit.

5. Ajouter deux gouttes du conjugué enzymatique dans chaque puits.

6. Incuber à température ambiante pendant 5 minutes.

7. Eliminer le contenu et laver 3 fois avec le tampon de lavage dilué. Taper la plaque contre le papier absorbant pour éliminer l'excès d'humidité.

8. Ajouter deux gouttes du chromogène dans tous les puits, en travaillant avec un minimum de lumière.

9. Incuber à température ambiante pendant 5 minutes, à l'abris de la lumière.

10. Ajouter deux gouttes de la solution d'arrêt et mélanger en tapotant le support des barrettes.

Lecture des résultats :

Visuellement : observer à l'oeil nu chaque puits sur un fond blanc (exemple du papier absorbant) et enregistrer comme réaction claire ou +, ++ ou +++.

Lecteur ELISA : lecture du zéro sur l'air.

Fixer les lectures en bichromatique à 450/650-620 nm.

Contrôle de qualité :

L'utilisation des contrôles permet la validation de la stabilité du kit. Le kit ne doit pas être utilisé si un des contrôles est hors gamme. Les valeurs attendues pour les contrôles sont :

Négatif : 0.0 à 0.3 unités de DO

Positif : 0.5 unités de DO et plus

Interprétation des résultats - lecteur ELISA :

Faire le zéro du lecteur ELISA sur air. Lire tous les puits à 450/650-620 nm.

Négatif : absorbance lue inferieure à 0.1 unités de DO

Positif : absorbance lue supérieure ou égale à 0.3 unités de DO

Une DO lue négative indique que le patient n'a pas un taux détectable en anticorps. Ceci est dü à l'absence d'infection ou à une réponse immune très faible chez le patient.

Les critères d'interprétation de l'analyse sérologique par ELISA (IVD Inc.) Trichinella spiralis IgG se basent sur le degré de la coloration éventuellement développée, qui est appréciée par la mesure de la densité optique (DO) à l'aide d'un lecteur ELISA à 450/620 nm :

Une DO < 0,1 unités est considérée comme résultat négatif ;

Une DO = 0,3 unités est considérée comme résultat positif.

La persistance des anticorps IgG anti-Trichinella dure de neuf à dix huit mois.

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RESUME

Nous avons réalisé une étude séro-épidémiologique dans le but de déterminer la situation de la trichinellose dans la population Tlemcenienne.

Nous avons donc ciblé une population globale, chez qui nous avons tenté de réunir le plus d'informations pour nous rapprocher des définitions référentielles.

Cette étude fournit la séroprévalence de cette anthropozoonose ainsi que les facteurs de risque qui lui sont associés pour la population générale adulte et enfant de la région de Tlemcen.

La consommation de certaines viandes est significativement associée à la séropositivité pour Trichinella.

La population devrait être informée de l'existence de la trichinellose et des mesures à prendre pour en prévenir la transmission, il en est de même pour le personnel médical concernant les signes et symptômes de la trichinellose, de façon à les rechercher, en particulier en présence de symptômes compatibles et d'une fièvre élevée inexpliquée. En effet, l'intensité de l'expression de la trichinellose est variable, elle peut être asymptomatique, discrète, se déclarant dans le cadre d'une toxi-infection alimentaire ou être très grave voire mortelle.

Au delà de 1000 larves par gramme de muscle, le pronostic est très sombre et la survie peu probable.

L'intensité des signes est aussi en rapport avec la sensibilité individuelle de chaque patient.

Par conséquent, la trichinellose ne se manifeste cliniquement que chez un petit nombre de sujets parasités ayant ingérés un grand nombre de larves et de ce fait de nombreux cas sporadiques passeraient inaperçus.

Mots dles : Trichinella, Tlemcen, sérologie, épidémiologie, séroprévalence, anticorps.