Caracteristiques phenotypiques des staphylocoques methicillino-resistants isoles au centre universitaire de diagnostic au Graben

UNIVERSITE CATHOLIQUE DU GRABEN

B.P. 29 BUTEMBO/NORD-KIVU



FACULTE DE MEDECINE



CARACTERISTIQUES PHENOTYPIQUES DES STAPHYLOCOQUES AUREUS METHICILLINO-RESISTANTS ISOLES AU CENTRE UNIVERSITAIRE DE

DIAGNOSTIC DU GRABEN DU 1^ER SEPTEMBRE AU 31 DECEMBRE 2018



Mémoire présenté en vue de l'obtention du grade de Docteur en Médecine.

Par Agnès KAVIRA KATSIOTO

Directeur : Zacharie TSONGO KIBENDELWA,

Professeur

Encadreur : Gabriel KAMBALE BUNDUKI,

Assistant

ANNEE ACADEMIQUE : 2017-2018

i

Dédicace

A tous ceux qui ont apporté un soutien financier, matériel, moral, psychologique,... à ma formation et transformation

Agnès Kavira Katsioto

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REMERCIEMENTS

Que la gloire soit rendue à notre Dieu, pour son souffle de vie et pour tant d'autres merveilles qu'il ne cesse de manifester à notre égard.

A l'équipe de direction de ce travail, le Professeur Tsongo Kibendelwa Zacharie et le Dr. Gabriel Kambale Bunduki, qui malgré leurs multiples occupations étaient toujours prêts à nous donner des conseils et à apporter leurs expertises du début à la fin de la rédaction de ce travail.

A l'Université Catholique du Graben qui, à travers sa formation conséquente, est dévouée à fournir à la société une élite compétitive et compétente

Nous remercions également le Chef de Département de Microbiologie du Centre Universitaire de Diagnostic au Graben, Mwanzo Wavindu et la technicienne Jeanine, avec qui nous avions travaillé pour la réussite de ce travail

A ma très chère mère Nathalie Kyakimwa et mes soeurs Grace Kavugho et Francine Kasoki et tous les membres de ma famille pour leur amour inébranlable et support durant ce long parcours.

A la famille Servites qui est le promoteur et la base de ma formation depuis le

début.

Nos remerciements s'adressent au système de bourse d'excellence BEBUC, à la Fondation Else-Kroner-Fresenius-Stiftung et à la Fondation Holger Poehlmann Stiftung qui ont financé nos études et même le projet de ce travail d'une manière ou d'une autre.

A mes marraines, Prof Dr Sandra B. Hake, Mme Cathérine Caillot et Mme Symphorose Kahindula, votre bonté a comblé mon existence.

Nos rémerciements les plus sincères à nos amis Michel Mukululi, Job Isombi, Roland Muyisa, Hervé Mbuyamba, Didos Kahemu ; votre soutien m'a été très utile.

A mes compagnons de lutte Merveille Syaghuswa, Wivine Mwengesyali, Ismen Lumika, Nguru Musese, Furaha Mugheni, Lydie Valimwingighe, Maggy Ngahinga, Desanges Tibamwenda, vous avez rendu ma vie belle.

Tous ceux-là qui nous ont aidés à résister aux tourbillons existentiels trouvent en ces lignes l'éloquent témoignage de notre reconnaissance.

Agnès Kavira Katsioto

III

PLAN DU TRAVAIL

Introduction

Chapitre I : Généralités

Chapitre II : Matériel et méthodes

Chapitre III : Résultats

Chapitre IV : Discussion

Conclusion

Recommandations

Références

Table de matières

Annexes

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SIGLES ET ABREVIATIONS

ABR : Antibiorésistance

ANC : Acide nalidixique et de colistine

APAB : Acide para-amino-benzoïque

BMR : Bactérie multirésistante

BORSA : Borderline Staphylocoque aureus

CDC: Centers for Disease Control and Prevention

CLSI: Clinical and Laboratory Standards Institute

CUDG : Centre Universitaire de Diagnostic au Graben

DHFS : Dihydrofolique acide synthétase

ECDC : Centre Européen de Prévention et de Contrôle des Maladies

GS : Gélose au sang

IC : Intervalle de confiance

ISO: Infection du site opératoire

KTG : Kanamycine-Tobramycine-Gentamicine

LCR : Liquide céphalo-rachidien

LPV : Leucocidine de Panton et Valentine

MLS : Macrolides-Lincosamides - Streptogramine

MODSA : Modified Staphylocoque aureus

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

OR: Odds Ratio

ORL: Oto-Rhino-Larynologie

PBP : Pencilln binding proteins

RDC : République Démocratique du Congo

SARM : Staphylocoque aureus résistantes à la méthicilline

SASM : Staphylocoque aureus sensibles à la méthicilline

THF : Acide tétrahydrofolique

V

TSI : Triple Sugar Iron

VRSA : Staphylocoque aureus résistant à la vancomycine VP : Voges-Proskauer

VW : Von Willbrand

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LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Amas de Staphylocoque après coloration de Gram Figure 2 : Ordinogramme des cultures effectuées

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Facteurs socio-démographiques de SARM

Tableau II : Type d'échantillon et origine de SARM

Tableau IV : Sensibilité de S. aureus et de SARM aux antibiotiques

Tableau V : Antibiosensibilité des SARM par rapport à l'origine de l'échantillon

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RESUME

Introduction : Le Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline (SARM)

constitue mondialement un problème de santé publique. La prévalence des infections à ce germe, hospitalière et communautaire, augmente de façon régulière; et leur traitement devenu difficile à cause de l'émergence des souches multi résistantes. L'objectif de ce travail est de rechercher phénotypiquement le SARM dans les échantillons cliniques reçus au Centre Universitaire de Diagnostic du Graben. Le but est de contribuer à l'amélioration de la prise en charge des infections liées à ces germes et la surveillance de leur émergence.

Méthodologie : L'étude est prospective longitudinale, allant du 1er Septembre 2018 au 31 Décembre 2018. Notre échantillon était164 souches de S. aureus. L'identification de SARM a été faite par des méthodes phénotypiques. La sensibilité aux antibiotiques a été faite par la méthode de diffusion de disque. L'analyse des données a été faite par le logiciel SPSS version 22. P-value <0.05 était considéré significatif.

Résultat : Sur 164 souches de S. aureus, 102 (62,2%) cas de SARM ont été isolés. Le SARM concerne les hommes d'âge variant entre 25 à 40 ans, souvent acquis en communauté et fréquemment dans les sécrétions de la sphère urogénital. Les non SARM sont plus sensibles à la plupart d'antibiotiques. Les SARM expriment un taux de résistance plus élevé. La sensibilité de SARM aux antibiotiques ne dépend pas de l'origine de l'échantillon. 100% des SARM étaient résistants à l'oxacilline, la cloxacilline, la meropèneme et la cotrimoxazole ; 97,2 ; 96,8 et 89,9% respectivement pour la clarythromycine, l'azythromycine et la ceftriaxone. Les souches ont exprimé la résistance la plus faible à la vancomycine et l'augmentin.

Conclusion : La prévalence de SARM est élevée dans notre milieu, et il présente la résistance à la quasi-totalité des antibiotiques utilisés localement.

Mots clés : SARM, phénotypes, antibiogramme

VIII

ABSTRACT

Background: Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) is a public health problem throughout the world. The prevalence of MRSA infections, both in hospitals and community is increasing; and their treatment has become difficult due to the multi drugs resistant strains. The objective of our study is to search phenotypically the MRSA in clinical specimens isolated at the Centre Universitaire de diagnostic au Graben. The final target is to contribute to the improvement of the management of infections linked to these germs and the surveillance of their emergence.

Methodology: It's a cross-sectional and prospective study carried out from September 1st, 2018 to December 31, 2018. Our sample was constituted with 164 strains of S.aureus. Identification of MRSA strains was made through phenotypic method, the antibiotic susceptibility patterns of strains was done by disk diffusion method. Data was analyzed by SPSS version 22. P -value of <0.05 was considered as significant.

Results: Out of 164 examined samples, 102 (62,2%) of them were MRSA. The MRSA concerns more men with 25 to 40 years old, often acquired in community and frequently isolated in the secretions of the urogenital tract. The non MRSA strains are more susceptible to almost antibiotics; the MRSA expresses a high rate of resistance. The susceptibility of MRSA to the antibiotics is independent to its hospital and community acquirement. The susceptibility antibiotics showed that 100% of MRSA were resistant to oxacillin, cloxacillin, meropenem and cotrimoxazol; 97,2; 96,8 and 89,9% respectively for clarythromycin, azythromycin and ceftriaxone. The strains expressed the lowest resistance was observed to vancomycin.

Conclusion: Our study has reported a relatively high prevalence of MRSA in our country; and they present a resistance to the quasi-totality of antibiotics used locally.

Key words: Phenotypics, MRSA, antibiogramme, CUD.

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INTRODUCTION

Le Staphylococcus aureus est une bactérie pyogène. Son caractère ubiquitaire, sa virulence et sa remarquable capacité de survie dans un environnement défavorable ou même hostile expliquent sa grande fréquence en pathologie communautaire et nosocomiale. S. aureus est responsable d'une grande variété d'affections de gravité variable parfois bénignes comme les infections cutanées et muqueuses, ou sévères comme l'endocardite et la septicémie. Bien qu'il soit virulent, S. aureus n'infecte pas forcement son hôte mais le colonise [1].

La prévalence des infections staphylococciques, nosocomiales et communautaires augmente de façon régulière. Le traitement de ces infections est devenu de plus en plus difficile à cause de l'émergence des souches multi résistantes. Ce phénomène est observé aussi bien à l'hôpital que dans la ville.

Les souches de S. aureus de phénotype sauvage sont sensibles aux pénicillines (Penicillin G, Penicillin M, Penicillin A), à la céfalotine, à la céfoxitine, au moxalactam, à la céfotaxime, aux macrolides, lincosamides et streptogramines, aux aminosides, aux tétracyclines, aux fluoroquinolones, au chloramphénicol, aux rifamycines, aux sulfamides et à la triméthoprime, à l'acide fusidique, à la fosfomycine et aux glycopeptides. S. aureus a une résistance naturelle à l'acide nalidixique, aux polymyxines, à l'aztréonam et aux 5-nitro-imidazolés [2-5].

En effet, dès 1950, c'est-à-dire dix ans après la découverte de la pénicilline, les Staphylococcus aureus deviennent un problème thérapeutique majeur par l'acquisition de la résistance plasmidique à la pénicilline. Peu après l'introduction de la méthicilline en 1959, apparaissent des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline (SARM) [6]. La résistance à la méthicilline est liée à l'acquisition d'une autre protéine liant la pénicilline, la PLP2a ou PLP2', présentant peu d'affinité pour les béta-lactamines. La production de PLP2a est codée par le gène chromosomique mecA dont l'origine reste encore inconnue [7].

Les SARM présentent également une résistance à d'autres antibiotiques. Les SARM sont aussi résistants aux bêta-lactamines, à la tétracycline, au chloramphénicol et aux macrolides [8]. Par la suite, ces souches sont devenues résistantes à la gentamicine [9]. La plupart des SARM isolés dans le monde expriment des phénotypes de multi résistance, une caractéristique qui, jusqu'en 1995, s'appliquait seulement aux SARM acquis dans les hôpitaux [6].

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La diffusion des SARM concerne aujourd'hui tous les types d'établissements de soins, mais tend également à déborder de plus en plus sur le milieu communautaire. Il est reconnu que les SARM ne remplacent pas les souches sensibles mais s'y ajoutent ; par conséquent, il y a une augmentation globale du nombre d'infections [10].

Les études antérieures ont montré que le SARM constituait un problème mondial [11-13] et constitue un problème majeur de santé publique [14]. D'après une étude coordonnée par un économiste britannique, environ 700 000 personnes décéderaient chaque année à cause des résistances aux antimicrobiens (antibiotiques, antiviraux, antifongiques et antiparasitaires). Si les tendances se confirment dans les années à venir, ce nombre pourrait atteindre 10 millions de décès dans le monde en 2050 [15]. Les infections résistantes feraient alors plus de morts que le cancer (8,2 millions). D'après Wakefield et al. [16], les SARM prolongent la durée d'hospitalisation dans 71% de cas, augmentent le coût des examens (33%) et celui des antibiotiques (43%) en comparaison avec les patients ayant présenté une infection aux souches des Staphylocoque aureus sensibles à la méthicilline (SASM).

D'après les données du Centre Européen de Prévention et de Contrôle des Maladies (ECDC), 33 000 personnes décèdent chaque année de suites d'une infection à bactérie multirésistante (BMR) dans les pays de l'Union Européenne [17]. Alors qu'aux Etats Unis d'Amérique, les centres pour le contrôle et la prévention des maladies (Centers for Disease Control and Prevention (CDC)) cité par Leaper et al. [18] estiment que chaque année, 2 millions d'américains sont victimes d'infections provoquées par une BMR et que 23 000 en meurent.

En France, les résultats des enquêtes nationales de prévalence de 1996, 2001 et 2006 montrent que les BMR occupent une place importante. Le Staphylococcus aureus représentait en 2006 un cinquième de l'ensemble des bactéries responsable des infections, y compris des bactériémies, et un tiers des bactéries responsables des infections du site opératoire (ISO). Par contre, l'ensemble des entérobactéries représentait 40% des bactéries, responsables de bactériémies, deux tiers des infections urinaires et un quart des ISO. SARM était alors la plus fréquente des BMR (environ 13% de l'ensemble des bactéries), suivi par les entérobactéries résistantes à la céfotaxime (5%) [19-21].

Au Québec comme au Canada, le système de surveillance des infections montre que le taux de prévalence de SARM est passé de 16,6% en 2000 à 48% en 2003 dans les centres hospitaliers de courtes durées et que 82% des cas de SARM seraient des bactériémies dont la mortalité moyenne est de 30% des cas [22].

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La résistance aux antibiotiques dans la région Africaine constitue un domaine qui n'est pas bien documenté dans les rapports de l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS). Les données ne sont rassemblées que dans un nombre limité de pays. Une résistance importante est constatée pour plusieurs bactéries qui se sont propagées dans les communautés et dans les hôpitaux. La prédominance des SARM a été déterminée dans huit pays africains entre 1996 et 1997 et a été relativement élevée au Nigeria, au Kenya et au Cameroun (21 à 30%) et inférieur à 10% en Tunisie et en Algérie [23].

En Afrique de l'Ouest, la menace est inquiétante concernant le SARM avec une prévalence qui est supérieure à 30% [24]. Une étude mauritanienne a montré que l'activité de la pénicilline G sur les souches de Staphylococcus aureus isolées dans la région de Nouakchott est quasi nulle et le taux de SARM communautaire est important, atteignant jusqu'à 34% [25].

Le travail de Vlieghe et al. concernant l'étude systématique de la littérature publiée sur la résistance bactérienne en Afrique centrale entre 1955 et 2008, a montré de taux de résistance élevés dans presque tous les pathogènes. Ils ont également constaté la multi-résistance de Shigella et de Salmonella spp. ainsi que l'émergence de SARM [26]. Les conclusions de Vlieghe et al. montrent que la région d'Afrique Centrale n'est pas exclue de la tendance mondiale d'antibiorésistance croissante et a donc besoin d'une surveillance urgente basée sur la microbiologie pour fournir les données claires sur l'antibiorésistance (ABR).

En République Démocratique du Congo (RDC), les recherches de Nyembwe et al. sur la prévalence de SARM à Kinshasa ont montré un taux élevé de SARM dans le milieu hospitalier mais aussi, elles ont montré l'existence du portage sain a une fréquence élevée chez les soignants [27].

L'usage irrationnel d'antibiotiques a déjà été démontré à l'Est de la RDC. Les
antibiotiques comme amoxicilline-acide clavulanique, penicilline, amoxicilline, ciprofloxacine, erythromycine et doxycycline sont beaucoup utilisés abusivement dans le milieu académique pour le traitement des infections urinaires et respiratoires [28-29]. Ce qui favoriserait l'accroissement des BMR.

Cependant, au Nord-Kivu, la plupart des structures sanitaires manquent la capacité d'identifier microbiologiquement des agents de maladies infectieuses, y compris les infections bactériennes envahissantes. Butembo n'est donc pas loin de cette triste réalité d'ABR. Bunduki et al. ont démontré que S. aureus est le germes fréquemment isolé des urocultures [30] et hémocultures [31], respectivement avec une fréquence de 47,0% et 39,9%. Ce germe

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était résistant aux antibiotiques les plus couramment utilisés, sauf pour les quinolones comme la ciprofloxacine pour laquelle il était sensible. Mais aucune étude publiée n'a analysée les caractéristiques phénotypiques et génotypiques de S. auresus résistants à la méthiciline.

Malgré l'importance du problème d'ABR et de conséquences sanitaires et économiques qui en découlent, rares sont les pays d'Afrique qui disposent de programme et plan nationaux de surveillance et de lutte contre la résistance comme le recommande l'OMS [32]. Le niveau de la recherche sur la résistance aux antibiotiques dans ces pays reste encore trop faible. En RDC, aucune étude n'a été effectuée sur les caractéristiques phénotypique et génotypique d'antibiorésistance de bactéries.

Les SARM sont l'une des BMR faisant l'objet de la plupart des programmes nationaux en raison de leur fréquence élevée, leur potentiel pathogène se traduisant par une morbi-mortalité et des surcoûts économiques associé à leur caractère commensal qui expose au risque de diffusion, et de leur caractère clonal ou du caractère aisément transférable des mécanismes de résistance impliqués [16,19-21,24,33].

Un point important est de connaître les phénotypes des souches SARM chez les patients qui nécessitent un traitement adéquat comme c'est le cas de ceux qui souffrent de bactériémies [31] et d'infections nosocomiales et d'autres infections liées à ces germes. En effet, les traitements empiriques administrés chez ces patients pourraient ne pas être efficaces vis-à-vis des SARM. Vu l'importance du problème lié aux SARM, son étude phénotypique serait important dans le milieu démuni comme le nôtre.

Ainsi, l'objectif de ce travail est de rechercher phénotypiquement le S. aureus méthicillino-résistant dans les échantillons cliniques reçus au Centre Universitaire de Diagnostic au Graben en vue de contribuer à l'amélioration de la prise en charge des infections liées à ces germes et la surveillance de leur émergence.

Les objectifs spécifiques sont :

- Déterminer la prévalence des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline ;

- Étudier la sensibilité de SARM aux antibiotiques couramment utilisés ;

- Comparer la sensibilité aux antibiotiques des SARM d'origine hospitalière à celle

d'origine communautaires.

L'intérêt de ce travail se résume par le fait que les SARM est une cause de morbidité et mortalité tant dans les pays développés que dans les pays en voie de développement, en milieu hospitalier comme dans les communautés et avec une élévation du coût des soins médicaux. La connaissance de la sensibilité de SARM aux différents antibiotiques servira de guide pour le clinicien lors du traitement.

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Les résultats de cette étude serviront des données locales sur les SARM, leur surveillance épidémiologique, et orienteront les mesures préventives et hygiéniques à mettre en place dans la politique locale de lutte contre l'antibiorésistance.

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CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES STAPHYLOCOQUES
AUREUS METHICILLINO-RESISTANTS

I.1. Staphylococcus aureus

I.1.1. Historique

Observés par Pasteur en 1879 dans un pus de furoncle, les staphylocoques

doivent leur nom à Ogston (1881) qui les a mis en évidence dans des abcès aigus et chroniques [34]. Trente-cinq espèces sont actuellement répertoriées dans le genre Staphylococcus [35].

I.1.2. Habitat

S. aureus est un commensal de la peau et des muqueuses de l'homme et des

animaux à sang froid. Le site de colonisation de S. aureus est préférentiellement la muqueuse nasale, la peau, les zones humides (aisselles, aines, périnée) et les mains.

Trente à cinquante pourcent des adultes sains sont colonisés avec 10 à 20% de porteurs chroniques[2].

I.1.3. Caractères bactériologiques a) Morphologie

Ce sont des cocci à Gram positif, isolés ou groupés en diplocoques, en courtes chaînettes ou en amas, ayant la forme de grappe de raisin, immobiles, non sporulés mais parfois encapsulés. Ils mesurent 0,8 à 1 ìm de diamètre.

b) Caractères culturaux

S. aureus se cultive facilement sur tous les milieux usuels, et aussi sur des milieux riches en NaCl à des conditions de pH et de température variables. Sur gélose Columbia additionnée de sang de mouton (5%) d'acide nalidixique et de colistine (ANC), les colonies sont lisses, brillantes, bombées et rondes.

En milieu liquide (hémoculture), il produit dans le bouillon un trouble homogène. Certaines souches sont pigmentées en jaune doré ; d'où, le nom d'aureus. Le pH varie de 5,6 à 8,1 ; l'optimum est de 7,5.

La température optimale de croissance est de 37°C. Mais, la culture est possible de 10 à 45°C. S. aureus est une bactérie aéro-anaérobie facultative, c'est-à-dire qu'il est capable de se développer à la surface de la peau, en aérobiose et aussi dans les tissus mal oxygénés [36].

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I.1.4. Substances biologiquement actives

a) Le génome

Le génome du S. aureus est constitué d'un chromosome circulaire d'environ 2800 paires de bases. Les gènes de virulence et de résistance aux antibiotiques sont retrouvés à la fois sur le chromosome et sur des éléments extra-chromosomiques. Cela permet ainsi leur transfert d'une bactérie à l'autre dans la même espèce et dans les espèces différentes.

b) La paroi

Elle est formée de peptidoglycane, des acides teichoïques et lipoteichoïques. Les acides teichoïques sont des polymères linéaires du ribitol phosphate liés de façon covalente au peptidoglycane. Ces composants possèdent des effets biologiques démontrés in vitro. Ils ont une activité endotoxin-like stimulant la sécrétion de cytokines par les cellules lympho-monocytaires, l'activation du complément, et l'agrégation plaquettaire.

Les acides téichoïques sont les récepteurs des bactériophages et donnent naissance à des anticorps que l'on retrouve dans le sérum du malade (lysotypie des staphylocoques).

c) La capsule

La capsule polysaccharidique est impliquée dans le phénomène d'adhérence et permet également une meilleure résistance des souches à la phagocytose et à l'opsonisation. d) Les protéines de surface

Plusieurs de ces protéines de surface jouent un rôle dans la capacité des staphylocoques à coloniser les tissus. S. aureus se fixe aux cellules et à la matrice extracellulaire par l'intermédiaire de ces protéines de surface dénommées adhésines.

La protéine A inhibe l'opsonophagocytose grâce à sa capacité de fixation au fragment Fc des immunoglobulines. Elle se lie au facteur de Von Willbrand (VW) et au fragment Fab (partie variable) des immunoglobulines.

e) Les toxines

? Hémolysines ou staphylolysines

Plusieurs ont été décrites (alpha, bêta, gamma, delta). Elles ont une action cytolytique sur les plaquettes et les globules rouges. L'alpha-toxine est une toxine à action membranaire. Après liaison au récepteur membranaire, elle forme des pores d'où peuvent s'échapper des cations et des petites molécules. Elle a un effet vasoconstricteur et nécrotique sur la peau. Son poids moléculaire est de 33 kDa.

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? Superantigènes

Ce sont des toxines pyrogènes qui se lient au complexe majeur d'histocompatibilité de type II et causent une prolifération majeure des lymphocytes T avec production de cytokines. Ce sont :

? Les entérotoxines

Il en existe sept : A, B, C 1, C 2, C 3, D et E. Elles sont responsables du choc toxique staphylococcique, de toxi-infection alimentaire et d'entérocolite aiguë pseudomembraneuse. Elles résistent aux protéases du tube digestif et partiellement à la chaleur. Leur origine est chromosomique.

? Toxine du choc toxique staphylococcique ou TSST1

D'origine chromosomique, elle induit la synthèse d'anticorps dont la fréquence augmente avec l'âge. On la trouve dans 20 % des souches S. aureus.

? Exfoliatines

Ce sont des toxines épidermolytiques A et B. Elles sont responsables d'érythème et de clivage de l'épiderme, causant l'épidermolyse bulleuse staphylococcique (A et B responsables d'infections néonatales : syndrome de Ritter, impétigo bulleux)

? Leucocidine de Panton et Valentine (LPV)

Ce sont des protéines à deux composants non associés mais agissant en synergie sur les membranes cellulaires. Ces toxines ont des cellules cibles telles que les polynucléaires, les monocytes, et les macrophages, et sur lesquelles elles se fixent et provoquent la formation des canaux membranaires laissant passer les cations divalents.

La LPV constituée d'un composant de classe S et d'un composant de classe F est dermonécrotique et leucotoxique [4].

f) Les enzymes

Les staphylocoques produisent de nombreuses enzymes comme les protéases, lipases, hyalurodinases qui lysent les tissus et peuvent faciliter l'extension de l'infection aux tissus adjacents.

? La coagulase libre

S. aureus fabrique une exoenzyme capable de coaguler en quelques heures le plasma humain citraté ou hépariné. La coagulase est une protéine extracellulaire qui se lie à la prothrombine de l'hôte et forme un complexe appelé staphylothrombine. La thrombine activée transforme donc le fibrinogène en fibrine. C'est la base du test de la coagulase en tube. C'est un marqueur classique de l'identification de S. aureus.

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· La coagulase liée ou clumping factor

C'est une protéine constituant la paroi, elle fixe le fibrinogène et entraîne l'agglutination des staphylocoques.

· La fibrinolysine ou staphylokinase

Elle active le plasminogène en plasmine et contribue à la dislocation du caillot et à la formation de microembols bactériens responsables des métastases septiques.

· La désoxyribonucléique thermostable

C'est une nucléase ayant des propriétés endo et exonucléasiques et elle est active sur les ADN et les ARN. Elle est produite par la plupart des souches de S. aureus.

· Les bêta-lactamases

Elles inactivent la pénicilline. Les PBP (pencilln binding proteins) sont situées dans la membrane cytoplasmique, leur modification confère une résistance aux pénicillines A et M et aux céphalosporines.

I.1.5. Pouvoir pathogène

S. aureus est responsable d'infections suppuratives superficielles et profondes ainsi que des syndromes liés à l'action des toxines.

a) Les infections suppuratives

Les infections à S. aureus les plus fréquentes sont les infections cutanéo-muqueuses telles que les folliculites, les furoncles, les anthrax, le panaris, les cellulites ou les sinusites et les otites. Il s'agit le plus souvent d'auto-infestation. Ces infections se compliquent parfois par extension loco-régionale ou par diffusion hématogène de la bactérie. S. aureus peut alors être responsable de septicémies, d'endocardites, de pneumopathies, d'ostéomyélites, d'arthrites, de méningites ou d'infections urinaires.

b) Les infections d'origine toxinique

· Syndromes cutanés staphylococciques

Le syndrome de la peau ébouillantée chez les jeunes enfants est provoqué par la diffusion d'exfoliatines de même que le syndrome de Ritter observé chez les nouveaux-nés. Quant à l'impétigo bulleux, il est induit par productions d'exfoliatines au sein même des lésions cutanées.

· Choc toxique staphylococcique

Ce syndrome est provoqué par la diffusion dans l'organisme du TSST-1 et ou des entérotoxines. Ce même syndrome a été décrit en pédiatrie comme étant une complication d'infections suppuratives staphylococciques. Il est caractérisé par une fièvre à 39°C, une

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hypotension artérielle, une érythrodermie scarlatiniforme, une desquamation diffuse, des diarrhées, une céphalée et une atteinte multiviscérale.

? Intoxications alimentaires

Elles sont provoquées par l'ingestion d'entérotoxines thermostables. L'intoxication est caractérisée par une incubation courte d'une à six heures après l'ingestion, on a des crampes abdominales douloureuses, des nausées, des diarrhées, des vomissements, absence de fièvre et parfois, on a des collapsus cardiovasculaires.

I.1. 6. Diagnostic bactériologique des infections à S. aureus

a) Le prélèvement

Le résultat des examens bactériologiques dépend pour une grande part des conditions de prélèvement et de transport de l'échantillon. Les prélèvements doivent être effectués en principe avant l'administration d'antibiotiques.

Ainsi, les modalités pour un bon prélèvement sont :

? Pour les lésions cutanéo-muqueuses : on désinfecte au préalable la zone à prélever, puis on procède par aspiration douce à l'aide d'une aiguille stérile surmontée d'une seringue stérile.

? Pour les urines, les sécrétions vaginales et autres liquides, le prélèvement se fait dans un étui stérile pour éviter toute contamination. L'acheminement au laboratoire du produit pathologique doit être fait le plus rapide possible.

b) Diagnostic direct

Les produits pathologiques sont systématiquement examinés au microscope optique, à l'état frais après étalement entre lame et lamelle ou à l'aide d'une cellule de Malassez. Ensuite, on procède à la coloration de Gram qui nous montre des cocci à Gram positif, le plus souvent groupés en amas ou en diplocoques (Fig. n° 1).



Fig 1 : Amas de Staphylocoque après coloration de Gram

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La culture se fait généralement sur milieu sélectif notamment sur gélose Columbia additionnée au sang de mouton (5%) d'acide nalidixique et de colistine et incubée à 37°C pendant 24 à 48 heures sous dioxyde de carbone ou en anaérobiose. S. aureus pousse également sur milieu de CHAPMAN. Pour obtenir des cultures pures, il faut réensemencer les germes prédominants lorsque la première culture révèle un caractère impur.

L'identification de S. aureus repose sur les caractères suivants : présence d'un pigment caroténoïde, d'une coagulase, d'une protéine A, d'une hémolysine alpha, la réduction des nitrates, la fermentation du mannitol, la présence de l'acétoïne, d'une phosphatase et la sensibilité à la novobiocine[37-39].

c) Diagnostic indirect

Ce diagnostic repose sur la recherche des antistaphylolysines alpha et les anticorps anti-acide teichoïques dans le sérum [40].

I.2. Les antibiotiques

I.2.1. Définition

En 1942, WAKSMAN définit un antibiotique comme étant un dérivé produit

par métabolisme de micro-organisme, possédant une activité antibactérienne à faible concentration et n'ayant pas de toxicité sur l'hôte. Il est aussi défini comme une substance d'origine biologique ou synthétique, agissant spécifiquement sur une étape essentielle du métabolisme des bactéries [38].

I.2.2. Les différentes classes d'antibiotiques

a) Les bêta-lactamines

Ce sont des antibiotiques dont la structure de base est le cycle bêta-lactame et

trois groupes sont individualisés dans cette classe. Les pénicillines et les céphalosporines

feront l'objet de notre étude.

? Mécanisme d'action

Les bêta-lactamines agissent par inhibition de la dernière étape de la synthèse

du peptidoglycane de la paroi bactérienne.

? Mécanismes de résistance

Ils existent plusieurs mécanismes.

? Modification de la cible :

La résistance est due à la présence de protéine de liaison à la pénicilline

additionnelle la PLP 2a qui a une très faible affinité pour l'ensemble des bêta-lactamines.

Cette résistance peut être soit homogène soit hétérogène. La production de ces PLP anormales

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est codée par un gène chromosomique mec A qui appartient à un fragment additionnel d'ADN intégré à celui des SARM.

+ Production de bêta-lactamase : souches BORSA (borderline S. aureus)

Cette résistance est due à une sécrétion importante de bêta-lactamase. Ce sont notamment des souches qui n'ont pas de résistance intrinsèque, c'est-à-dire ni PLP 2a, ni gène mec A et il y a restauration in vitro si l'oxacilline est associée à un inhibiteur de bêta-lactamase.

+ Production de méthicillinase

Quelques souches semblent produire une méthicillinase capable d'hydrolyser la méthicilline, en absence de gène mec A.

+ Modification des PLP autre que la PLP 2a (souches MODSA : modified S. aureus)

Les souches résistantes à bas niveau à l'oxacilline et non productrices de bêta-lactamase présentent une modification d'affinité de leurs PLP, normales vis-à-vis des bêta-lactamines.

? Phénotypes de résistance

On distingue trois phénotypes de résistance aux bêta-lactamines chez S. aureus, selon que les souches sont sensibles ou résistantes à la méthicilline.

+ Peni S- méti S : Ce sont des souches sensibles à la pénicilline G et à la méthicilline sensible.

+ Peni R-méti S : Ces souches sont productrices d'une pénicillinase plasmidique qui hydrolyse la pénicilline G, V, les amino, carboxy et uréidopénicillines. Mais ces souches restent sensibles aux céphalosporines et aux inhibiteurs de bêta-lactamase.

+ Péni R-méti R : En plus de la pénicillinase, les SARM produisent une PLP 2a ayant peu d'affinité pour la méthicilline. Ce type de résistance est chromosomique inductible et est croisée à toutes les bêta-lactamines.

La recherche de la résistance s'est faite par la méthode de disques. Ainsi la diminution du diamètre d'inhibition < à 20 mm ou la présence de colonies autour du disque (même si le diamètre reste = 20 mm) montre une résistance à l'oxacilline. Il faut rajouter un disque de céfoxitine qui est un meilleur substrat pour l'expression de la résistance à l'oxacilline. Le phénotype oxacilline sensible et céfoxitine résistant ne sont pas possibles. En Europe, les SARM représentent 25 à 30 % des souches de S. aureus et 40 à 60 % en Afrique.

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b) Les aminosides

· Mécanisme d'action

Bactériostatiques à faible dose et très bactéricides à forte dose, les aminosides se fixent sur des sites divers de la sous-unité 30 S des ribosomes bactériens et perturbent la lecture du code génétique de même que la synthèse protéique. Il en résulte des protéines anormales pour la bactérie, ce qui entraîne sa mort.

· Mécanismes de résistance

Plusieurs mécanismes interviennent dans l'apparition de résistances.

- Réductionde la fixation sur la surface cellulaire,

- Dégradation de la molécule d'aminoside par trois types d'enzymes : phosphotransférases,

acétyltransférases, adényltransférases.Ces enzymes sont généralement codées par des

plasmides et le transfert de résistances'effectue par conjugaison.

- Mutation ribosomale

· Phénotypes de résistance.

Sept phénotypes de résistance ont été décrits chez Staphylococcus aureus : - Phénotype S : il correspond à la résistance isolée à la streptomycine.

- Phénotype KNm : résistance à la fois à la kanamycine et à la néomycine (paromomycine et framycétine).

- Phénotype KTG (Kanamycine-Tobramycine-Gentamicine) : il confère une résistance totale à ces trois molécules et une résistance partielle à l'amikacine et à la nétilmicine, soit une résistance à tous les aminosides utilisable en pratique clinique.

- Phénotype KT : ce phénotype confère une résistance totale à la kanamycine et à la tobramycine et une résistance partielle à la néomycine.

- Phénotype S+KNm : il confère une résistance à la streptomycine, à la kanamycine, à la néomycicne et une résistance partielle à l'amikacine.

- Phénotype S+KTG : Il confère une résistance à la streptomycine, à la kanamycine, à la tobramycine, à la gentamicine et une résistance partielle à la nétilmicine.

- Phénotype S+KNm+KTG:Il confère une résistance à la totalité des aminosides. Toutefois la résistance pour l'amikacine et la nétilmicine n'est que partielle.

· Fréquence de résistance.

Plus de 90 % des souches résistantes à l'oxacilline sont résistantes à la streptomycine, à la kanamycine, à la gentamicine et à la tobramycine. La résistance à la gentamicine et à la tobramycine doit être considérée comme croisée à la nétilmicine et à

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l'amikacine quel que soit le résultat de l'antibiogramme en raison du mécanisme commun de résistance.

c) Macrolides, Lincosamides et Streptogramines (MLS)

· Mécanisme d'action

Les MLS inhibent la synthèse des protéines en se fixant au niveau de la sous unité 50 S du ribosome bactérien et cette fixation empêche celle du chloramphénicol (antagonistes). Les MLS sont des antibiotiques bactériostatiques.

· Mécanisme de résistance

De nombreux déterminants sont impliqués dans la résistance aux MLS, leur conférant ainsi une résistance par altération de la cible ribosomale (ARNr 23 S). Cette résistance est soit inductible, soit constitutive.

· Phénotypes de résistance

- Phénotype sensible: souche sensible à tous les MLS

- Phénotype MLSB : Constitutif : souche résistante à tous les macrolides (M), aux

lincosamides (L) et aux streptogramines B : résistance MLSB

Inductible : souche résistante à l'érythromycine, sensible aux autres macrolides, aux

lincosamides et aux streptogramines.

- Phénotype LSA : souche sensible aux macrolides, résistante aux lincosamides (L) et à

lastreptogramine A.

- Phénotype L : souche résistante uniquement à la lincomycine.

- Phénotype MLSB + SA : résistance aux macrolides, lincosamides et aux streptogramines A

et B

- Phénotype SA : souche résistante aux Streptogramines A. Cette résistance est due à

unmécanisme d'efflux et à l'acétyltransférase.

· Fréquence

En France, les souches de staphylocoques résistantes aux macrolides ont une résistance de type MLSB dans 89% des cas, constitutive en général chez les SARM et inductible chez les SASM. Une résistance par efflux est observée dans 2 % des cas [40]. d) Quinolones : Ciprofloxacine

· Mécanisme d'action

Il s'agit d'une inhibition de l'ADN-gyrase bactérienne, enzyme indispensable à la synthèse de l'ADN pour sa transcription. Elle a un effet bactéricide.

· Mécanisme de résistance

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La résistance bactérienne est de type chromosomique et non plasmidique. Cette résistance est associée à celle des pénicillines M. S. aureus a aussi une résistance naturelle à l'acide nalidixique.

e) Phénicolés : Chloramphénicol

? Mécanisme d'action

Le chloramphénicol est un antibiotique bactériostatique agissant par inhibition de la synthèse des protéines bactériennes au niveau de la sous unité 50 S.

? Mécanisme de résistance

Le mécanisme de résistance est plasmidique, mais il existe une résistance chromosomique.

f) Tétracyclines

? Mécanisme d'action

Les tétracyclines ont une action bactériostatique par inhibition de la synthèse protéique bactérienne. Elles se lient à la sub-unité 30 S des ribosomes bactériens (et secondairement à la fraction 50 S) et inhibent l'enzyme de liaison de l'aminocyl-transférase-RNA au ribosome.

? Mécanisme de résistance

La résistance est souvent plasmidique et transférable. Ceci s'explique par la sécrétion d'une protéine qui empêche la pénétration intrabactérienne de l'antibiotique.

g) Sulfamides et Triméthoprime

? Mécanisme d'action

Les sulfamides sont bactériostatiques. Leur mécanisme d'action est fondé sur l'inhibition de la synthèse par la bactérie, de l'acide folique nécessaire à l'édification de ses bases puriques et pyrimidiques (donc de son ADN). La membrane bactérienne étant imperméable à l'acide folique, la bactérie doit en effet édifier son acide folique de ses trois constituants élémentaires : acide para-amino-benzoïque (APAB), acide glutamique, ptéridine. Elle en réalise l'assemblage grâce à une enzyme, la dihydrofolique acide synthétase (DHFS), c'est celle-ci qui est inhibée par les sulfamides.

Le triméthoprime se fixe sur une autre enzyme, la dihydrofolate réductase (DHFR) et empêche la formation de l'acide tétrahydrofolique (THF) nécessaire à la synthèse de l'ADN à partir des précurseurs, grâce en particulier à une enzyme, la thymidine synthétase. En présence de triméthoprime et pour échapper à l'action de celui-ci, les bactéries sont

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capables d'effectuer la synthèse de l'ADN directement à partir de la thymidine lorsque celle-ci est présente dans le milieu.

L'effet inhibiteur de la DHFR est complémentaire à celui de DHFS et explique la parfaite synergie entre sulfamide et triméthoprime.

? Mécanisme de résistance

Les souches résistantes sont capables soit de surmonter l'effet inhibiteur par une synthèse accrue d'APAB ou soit de synthétiser une dihydrofolique acide synthétase et une dihydrofolate réductase présentant une affinité moindre pour leurs antagonistes respectifs.

h) Acide fusidique

? Mécanisme d'action

L'acide fusidique agit sur la synthèse protéique en inhibant le facteur d'élongation, ce qui bloque la traduction de l'ARN messager au niveau de la sous-unité 50 S du ribosome.

? Mécanisme de résistance

Chez S. aureus, la résistance à l'acide fusidique est due à une mutation chromosomique, ce qui justifie l'emploi de cet antibiotique en association. L'incidence est de 1 à 2% en France.

i) Fosfomycine

? Mode d'action

C'est un antibiotique bactéricide qui agit en inhibant la synthèse de la paroi bactérienne, mais de façon différente de celle des bêta-lactamines alors il peut y avoir une association entre les deux molécules.

En effet, la fosfomycine inhibe la pyruvyl-transférase, enzyme intervenant dans la première étape de la synthèse du peptidoglycane.

? Mécanisme de résistance

La fosfomycine n'induit pas de résistance plasmidique mais une résistance chromosomique est d'apparition fréquente et rapide. Donc, il faut éviter de l'utiliser au long cours, en monothérapie [39].

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CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES

II.1. Cadre de l'étude

Notre étude a été effectuée au Centre Universitaire de Diagnostic du Graben (CUDG) à Butembo. Il organise en son sein les services suivants : microbiologie, hématologie, parasitologie, immuno-sérologie, biochimie, hormonologie, anatomo-cyto-pathologie, physico-chimie et bromatologie, contrôle pharmaceutique et l'unité de production d'eau distillée et autres réactifs.

Les objectifs poursuivis par le CUDG sont :

- Servir d'outil pédagogique et de recherche aux professeurs et étudiants de l'Université Catholique du Graben et ceux des autres institutions de l'enseignement supérieur et universitaire de la place en vue d'une formation pratique ;

- Contribuer à la résolution de grands problèmes sanitaires du milieu en élevant le niveau technique du diagnostic qui demeure rudimentaire ;

- Effectuer les surveillances épidémiologiques, qualitatives, toxicologiques grâce aux analyses des aliments, des boissons et des médicaments afin de contribuer à la prévention ;

- Servir d'outil précieux aux médecins grâce aux analyses biomédicales.

II.2. Matériel

La population d'étude est constituée des patients qui se sont présentés au CUDG et/ou ceux dont un échantillon a été envoyé au CUDG pour des analyses microbiologiques (culture) après suspicion d'une infection bactérienne invasive. Ces patients étaient de tout âge, sans distinction de sexe ni du type d'échantillon prélevé pour la culture (sang, urines, pus, sécrétions respiratoires, frottis vaginal, selles,...).

II.3. Méthodes

Nous avons procédé à une étude prospective transversale allant du 1^er Septembre 2018 au 31 Décembre 2018.

Ont été inclus dans cette étude, tous les patients chez qui le germe S. aureus a été isolé de l'échantillon prélevé. Les échantillons cliniques humains concernés par cette étude étaient le sang, les urines, le selles, les secrétions purulentes de la peau/plaie, oreilles-nasopharynx-larynx, frottis vaginal et urétral, liquide céphalo-rachidien(LCR), etc.

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Ont été exclus de notre étude tous les patients dont le germe isolé était autre que le S. aureus, ceux dont le germe isolé était des souches de staphylocoques à coagulase négative, ceux dont les paramètres n'étaient pas complets et ceux dont les résultats n'étaient pas disponibles pendant la période de notre étude.

Notre échantillon était exhaustif et non probabiliste, incluant tous les patients ayant réuni les critères d'inclusion. Pour des raisons pratiques d'accessibilité et de coût, la technique de sélection par convenance a été utilisée pour les analyses des échantillons prélevés.

La collecte des données a été faite à l'aide d'une fiche de collecte de données, reprise en annexe n°1. Un numéro était attribué à chaque patient pour conserver l'anonymat. Les données sociodémographiques des patients dont les échantillons prélevés ont répondu à nos critères d'inclusion étaient trouvées dans le registre du service de microbiologie du CUDG. Les variables d'étude étaient constituées de : sexe, âge, adresse, type de produit biologique prélevé, origine de l'échantillon, type d'examen microbiologique réalisé, résultats de la culture et de la coloration Gram de SARM

Analyses bactériologiques

Le prélèvement est une étape essentielle du diagnostic car, c'est de sa qualité que dépend l'analyse bactériologique. Les prélèvements provenant de divers produits pathologiques (sang, urine, pus, LCR, frottis vaginal, frottis urétral, selles, secrétions diverses,...) ont été effectuées selon la technique appropriée à chaque prélèvement. Ensuite, les souches de germes ont été isolées et identifiées.

On procèdait directement à une recherche de germes et cela en déchargeant en stries condensées l'écouvillon de prélèvement sur toute la surface de la boite gélosée. Trois types de milieux de culture ont été utilisés : la gélose Chapman, gélose au sang (GS), gélose de Mac-Conkey et incubés pendant 18 à 24 h à 37°C.

La purification des souches était basée sur les caractères culturaux et la coloration de Gram. A partir des colonies isolées sur les différents milieux (Chapman, GS, Mac-Conkey), on procèdait directement à la coloration de Gram. Ensuite, les colonies étaient sélectionnées : cocci à Gram positif et bacilles à Gram négatifs. Le germe de candida qui était isolé était confirmé par la croissance sur le milieu de Sabouraud. La purification se faisait en poursuivant le repiquage sur le même type de milieu jusqu'à l'obtention d'un isolat pure présentant les mêmes caractéristiques que celui obtenu en premier isolement. La dernière culture pure était faite sur gélose nutritive pour faire l'objet d'autres tests.

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La conservation de courte durée des isolats purifiés était réalisée par ensemencement sur gélose nutritive inclinée par l'anse de platine. Après incubation à 37°C pendant 24 heures, les tubes étaient conservés au réfrigérateur à 4°C. Les tubes étaient stockés à la température ambiante.

Après la coloration Gram et les caractéristiques de la colonie, les germes isolés étaient identifiés à partir d'autres techniques standard de la microbiologie : les propriétés biochimiques incluant la catalase, la coagulase (libre ou liée), la production d'ADNase, la croissance sur le disque d'agar de mannitol salé et l'activité hémolytique sur le disque d'agar. Pour les germes Gram-négatif, le Triple Sugar Iron (TSI), la motilité, l'indole, l'utilisation du citrate, l'uréase, l'oxydase et la production de sulfure d'hydrogène, l'épreuve de Voges-Proskauer (VP) étaient utilisés.

La sensibilité aux antibiotiques testée pour tous les germes isolés était faite à l'aide de la méthode de diffusion de disque de Kirby-Bauer sur le milieu de Mueller-Hinton (oxoid) conformément aux recommandations du Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, 2017) [43]. L'interprétation des souches (sensibles, intermédiaires ou résistantes) se faisait selon les diamètres critiques recommandés par le CLSI.

Les antibiotiques dont la sensibilité était testée sont les suivants :

- Les bêta-lactamines : oxacilline (1jig), amoxicilline-acide clavulanique (20+10jig), cefotaxime (30 jig), ceftriaxone (30 jig), méropenème (10 jig),

- Un glycopetide : vancomycine (30 jig),

- Les aminosides : gentamicine (10 jig), Amikacine (30 jig), neomycine (30 jig), spectinomycine (100 jig),

- Un phénicolé : chloramphénicol (30 jig),

- Une tétracycline : doxycycline (30 jig),

- Les macrolides: érythromycine (15 jig),azithromycine (15 jig), clarithromycine (15 jig),

- Un lincosamide : clindamycine (2 jig),

- Les fluoroquinolones systémiques : ciprofloxacin (5 jig) et levofloxacin (5 jig),

- Un sulfamidé : co-trimoxazole(200 jig+5 jig)

La suspicion de la résistance à la méthicilline étaient effectuée par la méthode de diffusion, d'une part du disque de céfoxitine 30 jig où un diamètre d'inhibition autour du disque de moins de 27 mm et la présence de colonies dans la zone d'inhibition témoignaient

20

de la présence d'un SARM, et d'autre part, par le disque d'oxacilline 5 mg où la présence d'une souche ayant un diamètre < 20 mm était considérée comme SARM.

? Saisie et analyses des données

La saisie et l'analyse des données ont été effectuées à l'aide du logiciel SSPS Version 22.

Les liens entre les différentes variables ont été examinés à travers les tableaux bi-variés en utilisant les tests de signification tels que les Odds Ratio (OR), les intervalles de confiance (IC) et le P-value. Le seuil de signification était fixé à 95%. L'association était dite significative si l'OR était supérieur à 1 et quand l'intervalle de confiance ne contenait pas 1. Elle était aussi significative si P était inférieur à 0,05. L'OR a été utilisé pour déterminer le niveau de risque attribuable à un facteur F dans l'exposition de la population à un germe antibiorésistant. Cette association était qualifiée de significative quand l'intervalle de confiance ne contenait pas 1.

II.4. Considérations éthiques

Nous avons reçu l'autorisation de mener notre étude par les autorités de la faculté de Médecine de l'Université Catholique du Graben . Comme il s'agit d'une étude prospective, les patients ont été renseignés et informés à propos de l'étude et ont donné un consentement libre et éclairé. Une fiche de formulaire de consentement éclairé, en annexe, était signée par nos patients (annexe n°2). Ils étaient libres d'adhérer à l'étude et le retrait du consentement était également libre.

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CHAPITRE III : RESULTATS

III.1. Prévalence des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline

a) Ordinogramme de prévalences globales

Parmi les 373 cultures microbiennes faites, 280 cultures ont été positives (soit 75,1%). Les bactéries Gram positif ont été isolées en 70% et 30% était des bactéries Gram négatif. Parmi, les bactéries Gram positif, on a isolé 83,2% de Staphylocoque aureus. Le Staphylocoque méthicillino-résistant a été retrouvé dans 62,2% des cas. Ceci est montré dans la figure n°2.

373 Cultures

93 Cultures négatives		280 Cultures positives

196 Gram positif

84 Gram négatif

Streptocoque 20
Listéria 10
Bacillus 2

164 Staphylococcus
aureus

102 SARM

Figure 2 : Ordinogramme des cultures effectuées

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b) Facteurs socio-démographiques en rapport avec le SARM

Le tableau I montre les caractéristiques socio-démographiques des patients chez qui le SARM a été isolé. Le SARM a été plus isolé chez les hommes (57,8%) que chez les femmes (48,2%). Les adultes de 25 à 40 ans sont les plus touchés par le SARM avec un cumul de 67,7% et les habitants de la ville sont représentés à 79,4%. Aucune liaison n'a été retrouvée entre le sexe, l'âge, la résidence et la présence de SARM.

Tableau I : Facteurs socio-démographiques de SARM

Variables	SARM		OR	IC 95%	P-value
	Oui n (%)	non n (%)
Sexe
Masculin	59 (57,8)	32 (51,6)	1.29	0.68-2.43	0.54
Féminin	43 (42,2)	30 (48,4)	0.78	0.41-1.47
Classe d'âges (années)
= 8	3 (2,9)	3 (4,8)	0.59	0.12-3.01	0.84
9-16	5 (4,9)	2 (3,2)	1.54	0.29-8.22	0.90
17-24	1 (1,0)	4 (6,5)	0.14	0.015-1.3	0.13
25-32	31 (30,4)	16 (25,8)	1.25	0.62-2.54	0.65
26-40	38 (37,3)	22 (35,5)	1.08	0.56-2.08	0.95
41-48	10 (9,8)	8 (12,9)	0.73	0.27-1.97	0.72
49-56	11 (10,8)	7 (11,3)	0.95	0.35-2.6	1.00
= 57	3 (2,9)	0 (0,0)	-	-	0.44
Résidence
Hors ville	21 (20,6)	18 (29,0)	0.63	0.3-1.31
Ville	81 (79,4)	44 (71,0)	1.58	0.76-3.27	0.29
Total	102 (100)	62 (100)

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c) Répartition des SARM par rapport au type d'échantillon et origine de

l'échantillon

Le tableau II montre les types et l'origine d'échantillon chez les patients chez qui SARM a été isolé. Les SARM étaient d'origine communautaire dans 67,6% des cas. Le SARM a été plus trouvé dans le frottis urétral, le frottis vaginal et les urines avec un cumul de 65,6%. L'origine de l'échantillon et le type d'échantillon ne sont pas statiquement liés à la survenue de SARM. Les infections ORL présentent significativement un risque 3,93 fois plus

élevée d'être associé aux SARM comparativement (OR=3.93 ;IC 95% =1.1-14.2 ; P =0.046). Tableau II : Type d'échantillon et origine de SARM				à d'autres	types d'échantillons
Caractéristiques	SARM		OR	IC 95%	P value
	Oui (%)	Non (%)
Origine de l'échantillon
Communauté	69 (67,6)	45 (72,6)	0.79	0.39-1.58
Hôpital	33 (32,4)	17(27,4)	1.27	0.63-2.55	0.509
Type d'échantillon secrétions cutanées	6 (5,8)	10 (16,1)	0.33	0.11-0.96	0.06
Sécrétion ORL	17 (16,7)	3 (4,8)	3.93	1.1-14.02	0.046
Sperme	4 (3,9)	4 (6,5)	0.59	0.14-2.45	0.72
Urine	23 (22,5)	14 (22,6)	1	0.47-2.13	1.00
Frottis urétral	27 (26,4)	10 (16,1)	1.87	0.83-4.19	0.18o
Frottis vaginal	17 (16,7)	14 (22,6)	0.69	0.31-1.52	0.20
Sang	5 (4,9)	6 (9,7)	0.4	0.12-1.38	0.37
Selles et LCR	3 (2,9)	1 (1,6)	1.85	0.9-18.19	0.98
Total	102 (100)	62 (100)

Légende : N : Nombre de fois qu'un antibiotique a été utilisé

24

III.2. Staphylococcus aureus résistant à la methiciline et antibiogramme

Le tableau III montre la sensibilité des 164 souches de S. aureus et des 102 souches de SARM aux antibiotiques les plus utilisés localement.

L'association amoxycilline-acide clavulanique( augmentin), la ciprofloxacine, la clindamycine, la doxycicline ont été plus actives sur les souches non SARM que sur les souches SARM (différence statistiquement significative). Généralement, le taux de résistance de SARM à la plupart d'antibiotiques testés a été élevé comparativement à celui de non SARM. Le SARM a été plus sensible à la vancomycine qu'à tous les autres antibiotiques, les non SARM étant plus sensibles à la neomycine et à l'oxacilline. Au-delà de la résistance à l'oxacilline, le SARM a été plus résistant à la meropenème, à la cotrimoxazole, à la clarythromycine et à l'azythromycine.

Tableau III : Sensibilité de S. aureus et de SARM aux antibiotiques

Antibiotiques	N	Non SARM		SARM			P-value
		S (%)	R (%)	S (%)	R (%)
Amykacine	77	5 (6,5)	36 (46,7)	9 (11,7)	27	(35,1)	0,25
Augmentin	157	52 (33,1)	8 (5,1)	69 (43,9)	28	(17,8)	0,039
Azythromycin	66	3 (4,5)	11 (16,7)	2 (3,0)	50	(75,6)	0,1
Ceftriaxone	160	4 (2,5)	57 (35,6)	10 (6,3)	89	(55,6)	0,62
Ciprofloxacin	97	25 (25,8)	25 (25,8)	13 (13,4)	34	(35,1)	0,04
Clindamycine	157	37 (23,6)	21 (13,4)	38 (24,2)	61(38,8)		0,003
Gentamycine	64	15 (23,4)	10 (15,6)	21 (32,8)	18	(28,1)	0,82
Erythromycin	136	21 (15,4)	34 (25,0)	21 (15,4)	60	(44,1)	1,18
Levofloxacin	63	4 (6,3)	8 (12,7)	21 (33,3)	30	(47,6)	0,86
Neomycine	18	8 (44,4)	3 (16,7)	3 (16,7)	4	(22,2)	0,44
Meropèneme	28	0(0)	4 (14,3)	0 (0)	24	(85,7)	-
Oxacilline	162	62 (38,3)	0 (0)	0 (0)	100	(61,7)	0
Cloxacilline	2	0 (0)	0 (0)	0 (0)	2	(100)	0
Cotrimoxazol	62	0 (0)	12 (19,4)	0 (0)	50	(80,6)	-
Vancomycine	56	9 (16,1)	1 (1,8)	38 (67,8)	8	(14,3)	0,92
Spectinomycine	62	5 (8,1)	7 (11,3)	16 (25,8)	34	(54,8)	0,77
Chloramphénicol	55	5 (9,1)	10 (18,2)	17 (30,9)	23	(41,8)	0,75
Doxycycline	124	26 (20,9)	16 (12,9)	24 (19,3)	58	(46,7)	0,0008
Clarithromycine	58	1 (1,7)	11 (18,9)	1 (1,7)	45	(77,6)	0,88

25

III.3. La sensibilité des antibiotiques aux souches hospitalières et des souches
communautaires de S. aureus

Le tableau V montre la sensibilité des antibiotiques par rapport à l'origine de l'échantillon. La sensibilité d'aucun antibiotique n'est statiquement liée à l'origine de l'échantillon dans lequel le germe a été isolé. Les souches d'origine hospitalière ont été plus sensibles à la vancomycine et l'augmentin ; et ont présenté plus de résistance à la méropèneme, clarythromycine, azythromycine. Les souches d'origine communautaire ont été plus sensibles à la vancomycine et augmentin et ont présenté une résistance à la cotrimoxazole, azythromycine et clarithromycine.

Tableau IV : Antibiosensibilité des SARM par rapport à l'origine de l'échantillon

Antibiotiques	N	HOPITAL		COMMUNAUTE		P-value
		S (%)	R (%)	S (%)	R (%)
amykacine	63	10 (15,8)	9 (14,3)	26 (41,2)	18 (28,7)	0,84
augmentin	97	23 (23,7)	9 (9,3)	46 (47,4)	19 (19,6)	1
azythromycin	52	1 (1,9)	17 (32,7)	1 (1,9)	33 (63,5)	1
ceftriaxone	99	4 (4,0)	28 (28,2)	6 (6,0)	61 (61,8)	0,85
ciprofloxacin	47	4 (8,5)	11 (23,4)	9 (19,1)	23 (49)	1
clindamycine	99	10 (10,1)	23 (23,2)	28 (28,3)	38 (38,4)	0,34
gentamycine	39	8 (20,5)	7 (17,9)	13 (33,3)	11 (28,2)	1
erythromycin	81	9 (11,1)	17 (21,0)	12 (14,8)	43 (53,1)	0,12
levofloxacin	51	7 (13,7)	10 (19,6)	14 (27,4)	20 (39,3)	1
neomycine	7	0 (0)	2 (28,6)	3(42,8)	28 (28,6)	0,55
meropèneme	24	0 (0)	9 (37,5)	0 (0)	15 (62,5)	-
oxacilline	99	0 (0)	33 (33,3)	0 (0)	66 (66,7)	-
cloxacilline	2	0 (0)	0 (0)	0 (0)	2 (100)	-
cotrimoxazol	50	0 (0)	17 (34,0)	0 (0)	33 (66)	-
vancomycine	46	16 (34,8)	1 (2,2)	22 (47,8)	7 (15,2)	0,24
spectinomycine	50	4 (8,0)	14 (28,0)	12 (24,0)	20 (40)	0,43
chloramphénicol	41	8 (19,5)	7 (17,1)	11 (26,4)	16 (39)	0,64
doxycycline	82	6 (7,3)	19 (23,1)	18 (21,9)	39 (47,5)	0,67
clarithromycine	46	1 (2,2)	16 (34,8)	0 (0)	29 (63,0)	0,78

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III.4. L'antibioréistance des SARM par rapport au type d'échantillon

Concernant les résultats de l'antibiorésistance des SARM par rapport au type d'échantillon, il faut se référer dans le tableau trouvé en annexe n°III.

Quel que soit le type d'échantillons, les souches de SARM isolés ont présenté un taux de résistance maximale (100%) à l'oxacilline, la cloxacilline, le méropèneme et la cotrimoxazole. Le taux de résistance est respectivement de 97,8% ; 96,2% et 89,9% pour la clarythromycine, l'azythromycine et la ceftriaxone. Le taux le plus faible de résistance a été observé pour la vancomycine (14,3%) et augmentin (17,6%).

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CHAPITRE IV : DISCUSSION

IV.1 Prévalence des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline

Cette étude a porté sur 164 cas de S. aureus, parmi lesquels 102 (62.2%) cas étaient des SARM. La littérature existante sur le SARM a démontré qu'il y a une variation géographique considérable dans la fréquence de ce phénotype [44]. Ce taux de SARM est identique à celle de 62,4% rapportée par Alioua et a.l au CHU de Annaba en Algérie [45]. Cette prévalence est statistiquement plus élevée que celle de 32,7% obtenue par Aouati et al. en 2010 au CHU Ben Badis de Constantine [46]. En Afrique subsaharienne, plusieurs études ont indiqué que la prévalence de SARM est entre 25 et 50% ou moins que 25% [26 ,44]. Elle était de 36% au Bénin en 2006 avant de diminuer en 2008 avec un taux de 14 ,5% ; (10%) à Tunisie dans une étude réalisée à l'hôpital Charles Nicolle [47] et 10% au Maroc comme rapportée par Elazhari et al. à Casablanca [48]. Cependant, cette prévalence de SARM est aussi élevée comme celles rapportées dans certains pays de l'Europe : Grèce (44%), Italie (38%), Espagne (38%), Grande Bretagne (44%) et Irlande (42%) [49].

D'autre pays européens gardent une faible prévalence de SARM, comme la Belgique (13%) et l'Allemagne (5%) [50]. Et même en dessous de ce seuil pour la Hollande, le Danemark, la Suède et la Finlande [49]. Cette situation s'explique par l'importance de l'engagement des hôpitaux de ces pays dans des programmes conséquents de lutte anti-SARM. Ces programmes sont développés et mis en pratique depuis longtemps, ils concernent la surveillance des infections nosocomiales et leur prévention, d'où une meilleure gestion du risque de leur survenue et une meilleure maîtrise et utilisation des antibiotiques.

La prévalence locale de SARM est bien inférieure aux valeurs qui ont été rapportées dans d'autres pays de l'Afrique sub saharienne: Sénégal (sang) (72%) [51], Algérie (plaies chirurgicales) (75%) [52]; Egypte (malades du cancer) [53]; Nigeria (blessure) (73.8%) [54]; Rwanda (types de l'échantillon multiples) (82%) [55], Erythrée (types d'échantillons multiples) (72%) [56]. Des hautes fréquences de SARM ont été aussi rapporté dans d'autres parties du monde: Pérou (80%) [57] et Colombie (90%)[ 58], USA( 70% ) [59].

Ces variations intra et intercontinentales de la prévalence de SARM peuvent être lié à plusieurs facteurs : la différence dans le type d'étude, types d'échantillon pour prélèvement, les techniques de laboratoire, la population d'étude et la durée d'étude. En plus de cela, la

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politique de la prévention et contrôle des infections dans chaque pays expliqueraient ces variations.

Le SARM a été retrouvé chez 57,8% d'hommes et aucune différence significative n'a été retrouvée entre le sexe et la présence de SARM. Ces données sont similaires à celles retrouvées récemment en Ethiopie et en Alger [60, 61]. La plupart des études confirme cette observation, en dehors d'une seule qui suggère que le taux de bactériémies dues au SARM serait plus élevé chez les femmes que chez les hommes [62]. Cependant les données sur la responsabilité du sexe sont insuffisantes dans la littérature puisque la majorité des études cas-témoins réalisent, entre autres critères, un appariement sur le sexe.

Aucune différence significative n'a été observée entre l'âge et le SARM. Néanmoins, les adultes de 25 à 40 ans sont les plus touchés par le SARM avec un cumul de 67,7%. Ces résultats joignent celui trouvé au Maroc par Elhamzaoui [63], où on note une prédominance de la résistance à la méthicilline chez les adultes (77,6%), même résultats obtenus par Garnier à Pologne [64]. Ce résultat ne concorde pas avec la littérature qui souligne que l'âge est un facteur de risque infectieux aux deux extrémités de la vie, avant 1 an et après 75 ans ou ceci peut aisément s'expliquer par l'importance de la morbidité chez le sujet âgé[65]. C'est comme dans une étude menée récemment en Erythrée où le taux d'isolement de SARM était considérablement élevé chez les patients de moins de 18 ans [56]. La fréquence élevée de SARM chez les adultes, moins susceptibles d'avoir des antécédents récents d'antibiothérapie ou des facteurs de risque liés aux soins ; dans notre milieu serait lié à l'absence d'une assurance maladie qui favoriserait une non accessibilité des sujets aux âges extrêmes aux soins et examens médicaux à faveur des jeunes et adultes qui ont des moyens pour ce payer des soins.

Les SARM ont été retrouvé en 79% chez les habitants de la ville. Cependant, il n'y avait pas de différence significative entre l'adresse et la présence de SARM. Ceci ferait penser à la présence d'un foyer d'épidémie de SARM dans la ville, ou alors aux conditions précaires de mesures préventive et contrôle des infections. Cette différence serait également liée à l'accessibilité facile aux antibiotiques dans la ville, ce qui favoriserait la résistance et l'émergence des germes multirésistants [29]. Dans la littérature, nous n'avons retrouvé aucun auteur ayant pris en compte ce paramètre pour l'étude de SARM. Cette prédominance de SARM dans la ville qu'en dehors de la ville serait liée aux différences des conjonctures géographiques, culturelles et économiques rencontrée dans les deux milieux.

Du tableau III, il ressort que 67,6% des SARM étaient d'origine communautaire. Nos résultats ne sont pas similaires à ceux trouvés par d'autres études. Une étude menée par

29

Dicko au Mali montre que sur 494 souches de Staphylococcus aureus, 297 étaient d'origine hospitalière [66]. Au Canada, entre 2007 et 2009, le programme CANWARD a évalué les caractéristiques démographiques, la sensibilité antimicrobienne et l'épidémiologie moléculaire du SARM-C et du SARM-H dans les hôpitaux canadiens. Parmi les 3589 souches de S. aureus qui ont été soumises à cette évaluation, 889 (24,8 %) étaient résistantes à la méthicilline; on a de plus identifié des phénotypes de SARM-C et de SARM-H chez 224 (25,2 %) et 644 (72,4 %) de ces souches, respectivement [67]. L'élévation du taux des souches de SARM d'origine communautaires dans notre milieu est liée aux conditions de promiscuité favorisant un contact étroit entre les individus et une hygiène inadéquate.

Le SARM a été plus trouvé dans les échantillons de la sphère uro-génital (frottis urétral, urines et frottis vaginal) avec un cumul de 65,7%. Le type d'échantillon n'est pas statistiquement lié à la survenue de SARM ; mais les infections ORL présentent significativement un taux élevé de SARM (P =0.046). Ce résultat concorde avec plusieurs investigations qui ont rapporté une prévalence de SARM beaucoup plus importante au niveau des urines (61 - 64%) qu'au niveau des hémocultures et des pus [66, 68]. Cette prédominance des SARM dans les urines, les sécrétions vaginales et le frottis urétral serait lié au fait que les infections urinaires et génitales sont une des symptomatologies pour lesquels l'automédication aux antibiotiques est plus pratiquée [29,30]. Ceci est source d'émergence de germes multirésistants. Concernant les sécrétions ORL, Chatterjee et al. avait déjà trouvé que la prévalence of S. aureus dans les colonisations nasales est de 52.3% et que 3.89% sont des SARM, indiquant un taux élevé de S. aureus et SARM dans les sécrétions nasales [69].

IV.2. Staphylococcus aureus résistant à la methiciline et antibiogramme

Cette étude révèle que le germe non SARM ont un taux de sensibilité plus élevé à l'augmentin, la ciprofloxacine, la clindamycine, la doxycilline comparativement aux souches SARM. Cette différence est statistiquement significative. Ces résultats sont similaires à ceux trouvés au Mali par Dicko ; où les souches de SASM sont plus sensibles aux antibiotiques que les souches de SARM [66]. Ceci était déjà trouvé démontré par d'autres études quant à ce qui est de la ciprofloxacine et la doxycilline [66, 70] ; tandis que d'autres auteurs avaient plutôt un avis contraire par rapport à la ciprofloxacine [71]. Cette différence serait liée au type d'échantillon considérée. Ce dernier avait pris en compte les pyodermites alors que dans le nôtre il s'agissait des échantillons multiples.

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Le SARM a été plus sensible à la vancomycine (67,8%) et l'augmentin (43,9%) qu'à tous les autres antibiotiques testés. Les non SARM étaient plus sensibles à la neomycine (48,4%) et à l'oxacilline (38,3%). Ceci ne s'éloigne pas des résultats des autres études prouvant la sensibilité maximale de SARM à la vancomycine [25, 71,72]. Néanmoins, la résistance à la vancomycine a été démontrée dans d'autres études [56,73]. La vancomycine est une molécule rarement prescrite par les médecins dans nos hôpitaux ; ce qui serait un facteur justifiant la bonne sensibilité des germes à celle-ci. Des études menées en rapport avec la sensibilité de la néomycine aux non SARM sont rares. Cependant, il est évident que l'oxacilline soit parmi les antibiotiques adaptés dans les infections aux staphylocoques non SARM.

Au-delà de la résistance à l'oxacilline, le SARM a été plus résistant à la meropenème, cotrimoxazole, clarythromycine et à l'azythromycine tandis que les non SARM ont exprimé une forte résistance à l'amykacine et au ceftriaxone. Une hyperproduction de pénicillinase par les SARM peut être responsable de l'hydrolyse des pénicillines M, céphalosporines et des carbapénèmes dont fait partie l'oxacilline et la meropenème, et ceci expliquerait la résistance à ces antibiotiques. Dans la littérature, il est dit qu'aucun carbapénème n'est actif sur SARM [74]. Mais cette situation est alarmante car dans nos conditions de travail où l'antibiothérapie est conduite de manière empirique, la meropenème est presque le dernier recours des cliniciens alors que le SARM est assez fréquent dans les infections à germes multi résistants. La forte résistance de SARM à la cotrimoxazole avait déjà aussi retrouvé dans une étude mauritanienne où 77% des souches était inactif à la molécule [25]. D'autre part, l'usage des macrolides comme l'azythromycine et la clarithromycine étaient déjà découragé dans le traitement des infections à SARM [75,76].

Bien que l'amykacine soit faiblement utilisée et commercialisée dans notre milieu, elle s'avère être l'antibiotique la plus résistante aux staphylocoques non SARM. Ceci serait lié soit à une résistance croisée aux aminosides, ou lié à la taille de notre échantillon. Au Liban, la résistance des Staphylocoques aux aminosides avait été représentée par deux pourcentages relativement éloignés ; ainsi paradoxalement à un faible taux (6.25%) vis-à-vis de la gentamicine et de la tobramycine, et un taux élevé (90%) vis-à-vis de l'amikacine et la kanamycine [77].

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IV.3. La sensibilité des antibiotiques aux souches hospitalières et des souches communautaires de S. aureus

Les souches d'origine hospitalière ont été plus sensibles à la vancomycine (35%) et à l'augmentin (20%) et ont présenté plus de résistance à la ceftriaxone (38%) et à la cotrimoxazole (35%). Ces résultats corroborent presque avec ceux de la surveillance épidémiologique de SARM en milieu hospitalier où à l'échelle nationale, aucune résistance à la vancomycine parmi les isolats testés n'a été documentée. La proportion d'isolats testés présentant une résistance à la ciprofloxacine, à l'érythromycine et aux céphalosporines et une petite proportion d'isolats présente une résistance à la cotrimoxazole [78]. D'après l'étude de Dicko, l'association amoxicilline + acide clavulanique avait été la molécule la plus active sur les souches communautaires que sur les souches hospitalières [66]. L'usage irrationnel et abusif de la ceftriaxone dans nos hôpitaux serait la cause de la résistance des germes à celle-ci.

Les souches d'origine communautaire ont été plus sensibles à la vancomycine (48%) et à l'augmentin ; et ont présenté une résistance à la cotrimoxazole (66%), azythromycine (63%) et clarithromycine (63%) au-delà de la résistance à l'oxacilline et la cloxacilline. La sensibilité aux antibiotiques précédentes a été démontré aussi dans dans plusieurs études [25, 71, 72, 75]. La résistance élevée à l'azythromycine et clarythromycine, toutes deux apparentées à l'erythromycine ; de même qu'à la cotrimoxazole se justifierait à une automédication élevée et une usage inappropriée de ces antibiotiques dans le traitement des certaines symptômes comme la toux.

IV.4. L'Antibioréistance des SARM par rapport au type d'échantillon

L'activité nulle ou quasi nulle de certaines bêta-lactamines comme l'oxacilline, la cloxacilline, la méropèneme et la ceftriaxone sur les SARM comme trouvé dans notre étude concorde avec les résultats des recherches menées sous d'autres cieux comme en Mauritanie [25]. Une étude récente menée en Iran a rapporté un taux élévé de résistance de 100% pour les pénicillines, 88.5% pour tetracycline ,85.7% pour les fluoroquinolones [79]. Le taux de résistance des SARM au cotrimoxazole (100%) est légèrement supérieur par rapport à celui rapporté par Parhizgari [80] et Lemine Ould Salem [25] qui avaient trouvé un taux de 86.44% au et77% à Nouakchott, toutes ces deux études considéraient aussi des produits biologiques diversifiés. Ce taux élevé de la résistance au cotrimoxazole dans notre milieu peut se justifier par un usage abusif de cet antibiotique du fait qu'il est très connu et accessible par toutes la

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population. La résistance aux macrolides : azytromycine (96,2%) et clarythromycine (97,8%) est un phénomène rencontré aussi ailleurs. En Iran par exemple, le taux de résistance à la

Clarithromycine était de 88.13%. Selon BUU-HOI , la quasi-totalité des souches SARM est

résistante aux macrolides-lincosamides - streptogramine (MLS) en milieu hospitalier [40]. Cependant, un taux faible a été observé par Salem pour qui la résistance aux MLS donnant le

phénotype MLSb inductible, était retrouvée dans 6% des souches urinaires et 27% des souches isolées à partir des suppurations. Cette différence est liée au fait que lui ne tenait compte que d'une résistance associé à des molécules de 3 groupes.

Le taux faible de résistance a été observé à la vancomycine (17,4%) indépendamment du type d'échantillon considéré ; alors qu'ailleurs aucune résistance n'a été soulignée quant à ce qui est de cette molécule [25, 73, 77, 79,80]. En Erythrée, une étude a rapporté récemment un taux de résistance de 13,8% à la vancomycine. Cependant cette étude confirme la présence de Staphylocoque aureus vancomycine- résistant (VRSA) . Falagas et al. avait déjà estimé que la sensibilité de SARM isolé en Afrique à la vancomycine varie entre 82 et 100% [44]. Ces résultats et ces estimations contredisent la conclusion récente par Kong et al. pour qui les souches VRSA sont rares et les évidences pour leur taux d'accroissement sont limités [81]. Comme la vancomycine est le traitement de choix des infections à SARM [82], notre position est que la proportion de VRSA rapporté dans cette étude nécessite des recommandations pour une prescription appropriée et rationnelle.

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CONCLUSION

Notre étude ayant porté sur les caractéristiques phénotypiques des staphylocoques methicillino-resistants au CUDG a permis de mettre en évidence une prévalence élevée (62,2%) de SARM dans notre milieu.

Les hommes d'âge variant entre 25 à 40 ans, habitant en ville sont les plus concernés par le SARM ; et celui-ci est souvent acquis en communauté et fréquemment isolés dans les sécrétions de la sphère urogénital ; avec un risque 4 fois plus élevé d'être retrouvé dans les sécrétions ORL.

Les souches non SARM sont plus sensibles à la plupart des antibiotiques ; les souches SARM exprimant un taux de résistance plus élevé et cela indépendamment de l'origine de l'échantillon. L'activité de l'oxacilline, la cloxacilline, le méropèneme , la cotrimoxazole est nulle sur les souches SARM isolées ; et est quasi nulle pour la clarythromycine, l'azythromycine et la ceftriaxone .

Notons que la vancomycine et l'augmentin gardent une certaine activité sur les souches de SARM et pourraient constituer par conséquent une alternative pour le traitement de ces infections.

Nos données ont une importante implication dans l'amélioration de la qualité de soins de patients avec infections à SARM dans les cadres suivants : sélection de l'antibiothérapie, contrôle des infections en pratique et nécessité des études supplémentaires.

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RECOMMANDATIONS

A l'issue de notre étude nous formulons les recommandations suivantes :

1. Au ministère de la santé

? Doter les laboratoires de biologie médicale de structures sanitaires d'une unité de bactériologie en vue de la réalisation de l'antibiogramme ;

- Développer un plan d'action national pour la lutte et la surveillance des infections et de l'antibiorésistance.

2. Au personnel de la santé

- Appliquer les précautions standards de préventions, hygiène et contrôle des infections ;

- Appliquer les mesures hygiéniques simples comme le lavage des mains, stérilisation et désinfection correcte du matériel, renouvellement des sondes urinaires et des cathéters périphériques pour prévenir les infections nosocomiales;

- Adapter l'antibiothérapie à un antibiogramme tout en respectant la durée du traitement et la dose d'antibiotique et cela dans le but d'une utilisation rationnel des antibiotique ;

- Faire l'éducation sanitaire en masse pour la promotion de l'hygiène et la prévention des infections.

3. A la population

? Eviter l'automédication qui favoriserait l'émergence des germes multirésistants ;

- Respecter les recommandations médicales par rapport à la prise d'antibiotiques, les

doses prescrites et la durée de traitement ;

- Respecter les règles élémentaires d'hygiène

4. Aux futurs chercheurs

- Conduire des études d'épidémiologie moléculaire afin de comprendre et de contrôler la diffusion et l'augmentation de la résistance aux antibiotiques et pour savoir la clonalité des souches impliquées dans les infections à SARM ;

- Faire des études sur la transmission du SARM et sur l'efficacité des interventions de lutte contre l'infection, et les résultats des stratégies d'éducation et de lutte contre l'infection.

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REFERENCES

[1]. Duval J. Évolution des résistances. In : Le Minor L. et Véron M. Bactériologie médicale. Paris : Flammarion, 1999 ; 355-69.

[2]. Duval J. Classification et mécanisme d'action des agents antibactériens. In : Le Minor L et Véron M. Bactériologie médicale. Paris : Flammarion, 1989 ; 273-96.

[3]. Bismuth R. Cocci à Gram positif et aminosides. In : Courvalin P, Goldstein F, Philippon A et Sirot J. L'antibiogramme. Paris : MPC-Vidéom, 1985 ; 29-39.

[4]. Fauchère JL et Avril JL. Bactériologie générale et médicale. Paris : Ellipses, 2002 ; 365 p.

[5]. Mougeot C., Guillaumat-taillet J et Libert JM. Staphylococcus aureus : nouvelle détection de la résistance intrinsèque par la méthode de diffusion. Pathol Biol 2001 ; 49 : 199-204.

[6]. Bengualid V. et Berger J. Community acquired methicillin resistant Staphylococcus aureus. Clin Infect Dis 2003 ;37 : 466.

[7]. Hameg S, May-Michelangeli L, Le Turdu F. Apport du kit Servitex Staphylocoque MRSA® dans le diagnostic rapide des souches de Staphylococcus aureus résistantes à la méticilline. Med Mal Infect. 2002; 32:107-14.

[8]. Elazhari M. Activité de 16 Antibiotiques vis-à-vis des Staphylococcus aureus communautaires à Casablanca (Maroc) et prévalence des souches résistantes à la méthicilline. Eur Sci Res. 2009;30(1):128-37.

[9]. Sexton T, Clarke P, O'Neill E, et al. Environmental reservoirs of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in isolation rooms: correlation with patient isolates and implications for hospital hygiene. J Hosp Infect 2006; 62:187-194.

[10]. Graffunder EM, Venezia RA. Risk factors associated with nosocomial methicillinresistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection including previous use of antimicrobials. J Antimicrob Chemother 2002; 49:999-1005.

[11]. World Health Organization. Initiative for Vaccine Research (IVR). Bacterial Infections: Staphylococcal infection. 2011

[12]. Otto M. Basis of virulence in community-associated methicillin-resistant staphylococcus aureus. Ann Rev of Microbiology 2010; 64:143-162.

37

[13]. Centers for Disease Control and Prevention. 2011. Active Bacterial Core Surveillance Report, Emerging Infections Program Network, Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus, 2011.

[14]. Brucker G. Impact sur la prevention des infections nosocomiales. In Infections nosocomiales et environnement hospitalier. Flammarion Médecine-Sciences, Paris, 1998,10 :72-80

[15]. O'Neil L. L'antibiorésistance est la plus grande menace sanitaire mondial. Angeterre. Juin 2016

[16]. Wakefied DS, Helms CM, Massanari RM, Mori M, Pfaller M. Cost of nosocomial infection: relative contributions of laboratory, antibiotic, and per diem costs in serious S.aureus infections. Am J infect control 1998; 16:185-192.

[17]. Résumé et rapport complet, EARS-Net 2017, disponibles à partir de l'URL: http://www.ecdc.europa.eu/en/healthtopics/antimicrobial_resistance/epidemiological _data/Pages/ears-net_annual_reports.aspx

[18]. Leaper DJ, Edmiston CE. World Health Organization: global guidelines for the prevention of surgical site infection. J Hosp Infect. 2017 Feb;95(2):135-6.

[19]. Réseau d'alerte, d'investigation et de surveillance des infections nosocomiales (Raisin). Enquête nationale de prévalence des infections nosocomiales, France, juin 2006. Saint-Maurice : Institut de veille sanitaire, mars 2009. 81 p. Disponible sur http://www.invs.sante.fr/publications/2009/enquete_prevalence_infections_nosocomi ales/index.html

[20]. Réseau d'alerte, d'investigation et de surveillance des infections nosocomiales (Raisin). Enquête nationale de prévalence des infections nosocomiales 2001. Résultats. Saint-Maurice : Institut de veille sanitaire, octobre 2003. 84 p. Disponible sur http://www.invs.sante.fr/publications/2003/raisin_enp_2001/index.html

[21]. Réseau d'alerte, d'investigation et de surveillance des infections nosocomiales

(Raisin). Rapport annuels BMR-Raisin. Disponible sur
http://www.invs.sante.fr/surveillance/raisin/surveillance_reseau.htm

[22]. Honeyman, Allen L, Friedman, Herman, Mauro. Staphylococcus aureus infections and Disease. Kluw Ac Pub 2002 :143-44

[23]. Kesah C. , Ben Redjeb S ,Odugbemi TO , Boye CS ,Dosso M , Ndinya Achola JO , KoullaShiro S. , Benbachir M., Rahal K. and M Borg. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in eight Africain hospitals and Malta.clin.Microbial.Infect.2003; 9:153- 56

38

[24]. Ouedraogo AS., Jean Pierre H., Ranuls AL., Ouédrraogo R., Godreuil S., Emergence and spread of antibiotic resistance in West Africa :contributing factors and threat assessment. Med Sante Trop 2017 ; 27 : 147-154.

[25]. Salem ML , Ghaber SM, Baba SI , Maouloud MO. Antibiotic susceptibility of community-acquired strains of staphylococcus aureus in Nouakchott Region (Mauritania). Pan African Med J. 2016; 24:276

[26]. Vlieghe E, Phoba MF, Tamfun JM, Jacobs J. Antibiotic resistance among bacterial pathogens in Central Africa: a review of the published literature between 1955 and 2008. Inter J of Antimicrob Ag 2009; 04.

[27]. Nyembwe KM, Manlenga KJ, Manywebwa KJD, Mulumba MP, Verhaegen J., Muyembe J. Profil de la méthicillinoresistance de Staphylococcus à Kinshasa et implication dans l'hygiène hospitalier. Congo medical 2004;3(14):1262-5.

[28]. Thriemer K., Katuala Y., Batoko B., Alworonga J-P, Devlieger H. et al. Antibiotic Prescribing in DR Congo: A Knowledge, Attitude and Practice Survey among Medical Doctors and Students. PLoS ONE 2013;8(2).

[29]. Bunduki GK, Mumbere M, Mbahweka FK., Assessment of antibiotic self-medication pattern among university students in Eastern Democratic Republic of the Congo. J of Pharmaceutica Res Inter. 2017;18(1):1-7

[30]. Bunduki GK,Kibendelwa ZT, Nzanzu AK, In-vitro Antimicrobial Susceptibility Pattern of Isolates from Urine in Butembo, Democratic Republic of the Congo. J Antimicrob Agents 2017,3:154.

[31]. Bunduki GK, Kibendelwa ZT, Nzanzu AK. Bacteriological profile and antimicrobial susceptibility pattern of isolates from patients with septicaemia in Butembo, Democratic Republic of the Congo. J of Adv in Microbiology 2017;6(4):1-8.

[32]. WHO. (Date de consultation

: octobre

2018)

www.who.int/csr/resources/publications/drugresist/whocdscsrdrs20015.pdf

[33]. Réseau d'alerte, d'investigation et de surveillance des infections nosocomiales (Raisin). Surveillance des bactéries multirésistantes 2012 - Août 2013.

[34]. Avril JL, Dabernat H, Denis F et Monteil H. Bactériologie clinique, 3 éd. Paris : Ellipses, 2000 ; 602 p.

[35]. Berche P. Les staphylocoques. In : Berche P., Gaillard L., Simonet M. Bactériologie : les bactéries des infections humaines. Paris: Flammarion, 1988 ; 267-77.

39

[36]. Brun Y., Bes M. Staphylococcus. In: Freney J, Hansen W., Bollet C, eds. Précis de bactériologie clinique. Paris : Eska 2000 ; 781-819.

[37]. Fleurette J. Staphylocoques et microcoques. In : Le Minor L ET Véron M, Bactériologie médicale. Paris : Flammarion, 1989 ; 774-94

[38]. Jehl F., Chomarat M., Weber M., Gérard A. De l'antibiogramme à la prescription. Lyon : Biomérieux, 2004 ; 136 p.

[39]. Philippon A, Arlet G.,Schlemmer B. Bêtalactamines (I). Encycl Med Chir, Maladies Infectieuses, 1993.

[40]. Buu-hoi A. Cocci à gram positif et macrolides-lincosamides-streptogramines. In : Courvalin P., Goldstein F., Philippon A., Sirot J. L'antibiogramme. Paris :MPC-Vidéom, 1985 ; 41-8.

[41]. Quentin C., Grobost F., Fischer I., Dutilh B., Brochet JP, Jullin J et al. Résistance aux antibiotiques de Staphylococcus aureus en pratique de ville : étude sur six mois en Aquitaine. Pathol Biol 2001; 49 : 33-40.

[42]. Seydi M., Sow AI, Soumaré M., Diallo HM, Hatim B, TINE RCK et al. Place des bactériémies à Staphylococcus aureus au CHU de Fann à Dakar. Med Mal Infect 2004 ; 34:210-5.

[43]. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), corp-author 16th informational supplement M100-S16. CLSI; Wayne, PA: 2018. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing.

[44]. M. E. Falagas, D. E. Karageorgopoulos, J. Leptidis, and I. P. Korbila, «MRSA in Africa: filling the global map of antimicrobial resistance,» PLoS ONE 2013; 8(7).

[45]. Alioua MA , Labid A, Amoura K, Bertine M, Gacemi-Kirane D, Dekhil M (2014).Emergence of the European ST80 clone of community-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus as a cause of healthcare-associated infections in Eastern Algeria. Med Mal Infect .2014;44(4):180-3.

[46]. Aouati H, Arafa N, Benlabed K, Boulahrouf A, Bousseboua H (2010). Methicillinresistant Staphylococcus aureus at university hospital center Ben Badis of Constantine Algeria. Rev Tunis Infect. 4: 129-133.

[47]. Saidani M, Boutiba I, Ghozzi R, Kammoun A, Ben Redjeb (2006). Profil bactériologique desbactériémies à germs multirésistants à l'hopital Charles-Nicolle de Tunis. Med Mal Inf 2006. 36.

40

[48]. Elazhari M, Zerouali K, Elhabchi D, Cohen N, Elmalki A, Dersi N, Hassar M, Timinouni M, Salie R . Antibiotic susceptibility of strains of Staphylococcus aureus community in Casablanca (Morocco) 2010. Rev Tunis Infect. 4:134-140.

[49]. Conseil scientifique de l'ONERBA. Bacterial resistance to antibiotics. Data from the National Observatory of Bacteria. Resistance Epidemiology (ONERBA). Med Mal Infect 2005 Mars; 35 (3): 155-69

[50]. Centre de Coordination de la Lutte contre les Infections Nosocomiales de l'interrégion Nord (CCLIN Paris-Nord). www.cclinparisnord.org

[51]. Seydi M, Sow AI, Soumaré M, Diallo et al. Staphylococcus aureus bacteremia in the Dakar Fann university hospital. Med Mal 2004;34:210-215.

[52]. Rebiahi SA, Abdelouahid DE, Rahmoun M., Abdelali S. , Azzaoui H. Emergence of vancomycin-resistant Staphylococcus aureus identified in the Tlemcen university hospital (North-West Algeria). Med Mal Inf 2011;41(12): 646-651.

[53]. Ashour HM, El-Sharif A. Microbial spectrum and antibiotic susceptibility profile of Gram-positive aerobic bacteria isolated from cancer patients. J Clinic Oncology 2007;25(36) : 5763-9.

[54]. Udobi CE. , Obajuluwa AF. , Onaolapo J A. Prevalence and antibiotic resistance pattern of methicillin-resistant Staphylococcus aureus from an orthopaedic hospital in Nigeria. BioMed Res Inter 2013.

[55]. Ntirenganya C., Manzi O., Muvunyi CM., Ogbuagi O. High prevalence of antimicrobial resistance among common bacterial isolates in a tertiary healthcare facility in Rwanda. Am J of Trop Med and Hygiene 2015;92( 4): 865-870

[56]. Garoy EY, Gebreab YB, Achila OO, Tekeste DG, Kesete R, Ghirmay R et.all. Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus (MRSA): Prevalence and Antimicrobial Sensitivity Pattern among Patients--A Multicenter Study in Asmara, Eritrea . Canadian J of Inf Diseases and Med Microbiology 2019.

[57]. Guzman-Blanco M. , Carlos M., Raul I. et al. Review epidemiology of meticillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in Latin America. Inter J of Antimicrobial Agents 2009;34(4): 304-308.

[58]. Jimenez JN, Ocampo AM, Vanegas JM et al. CC8 MRSA strains harboring SCCmec type IV are predominant in Colombian hospitals . PloS ONE 2012;7(6).

41

[59]. Awad S., Elhabash S., Lee L., and al. Increasing incidence of methicillinresistant Staphylococcus aureus skin and soft-tissue infections: reconsideration of empiric antimicrobial therapy . Am J Surg 2007; 194: 606-610

[60]. Dilnessa T., Bitew A. Prevalence and antimicrobial susceptibility pattern of methicillin resistant Staphylococcus aureus isolated from clinical samples at Yekatit Hospital Medical College, Addis Ababa, Ethiopia. BMC Inf Dis 2016;16(1).

[61]. Antri K, Rouzic N, Boubekri I, Dauwalder O, Beloufa A, Ziane H, Djennane F, Neggazi M, Benhabyles B, Bes M, Tazir M, Etienne J, Ramdani-Bouguessa N . High prevalence of community and hospital acquired infections of methicillinresistant Staphylococcus aureus containing Panton-Valentine leukocidin gene in Algiers. Pathol Biol 2010;58:15-20.

[62]. Morgan M, Salmont R, Keppie N, Evans-William D, Hosein I, Looker DN. All Wales surveillance on Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus (MRSA): The first year's results. J Hosp Infect 2010;41:173-179.

[63]. Elhamzaoui S, Benouda A, Allali F, Abouqual R, Elouennass M. Antibiotic susceptibility of Staphylococcus aureus strains isolated in two university hospitals in Rabat, Morocco. Med Mal Infect 2009;39:891-895.

[64]. Garnier F, Mariani-Kurkdjian P, Nordmann P, Ferroni A, Vu-Thien H, Philippe JC, and al . Antibiotic susceptibility of strains of staphylococci and enterococci isolated in pediatric. Med Mal Infect 2002;32: 432-438.

[65]. Cruse P, Foord R. The epidemiology of wound infection. A10 year prospective study of 62939 wound .Surg.clin.North Amer 1980;60:27-40.

[66]. DICKO OA. Prévalence des souches de Staphylococcus aureus résistantes à la méticilline au CHU du Point G à Bamako de 2007 à 2009. Thèse. Bamako.

[67]. Nichol KA et al. Comparison of community-associated and health care-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus in Canada: results of the CANWARD 2007-2009 study. Diagnostic Microbiol Infect Dis 2011; 69:320-32

[68]. Mastouri M., Nour M., Ben Nejma M., Bouallegue O., Hammami M.e, Khedher M. Résistance aux antibiotiques de Staphylococcus aureus résistants à la méticilline: détection des premières souches de sensibilité diminuée aux glycopeptides. Path. Biol.2013 54: 33-36.

[69]. Chatterjee SS, Ray P, Aggarwal A, Das A, Sharma M. A community?based study on nasal carriage of Staphylococcus aureus. Indian J Med Res 2009;130:742?8.

42

[70]. Soussy CJ. Quinolones. In : Courvalin P, Goldstein F, Philippon A et Sirot J,. L'antibiogramme. Paris : MPC-Vidéo, 1985 ; 57-63.

[71]. Venniyil PV, Ganguly S, Kuruvila S, Devi S. A study of community-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus in patients with pyoderma. Indian Dermatol Online J 2016;7:159-63.

[72]. Elhabri I.,Balouch L., Elayadi R., Benouda A. Methicillin-resistant staphylococcus in hospital environment : antibiotics sensitivity. Maroc Médical 2004.26(1).

[73]. Ghenghesh KS. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in a tertiary surgical and trauma hospital in Benghazi, Libya.J of Infect in Dev Countries 2011; 5(10):723-726.

[74]. Gauzit R. , Gutmann L., Brun-Buisson C., Jarlier V., Fantin B. Guidelines for good practice of carbapenems. Antibiotiques 2010;12:183-9

[75]. Rolando PO., Seila IP., Cervi MC., Denissani AF., Martinez R., Bellissimo-Rodrigues F. Is community-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus (CAMRSA) an emerging pathogen among children in Brazil?. braz j infect dis 2018;22(5):371-376

[76]. Nichol K, Adam H, Roscoe D,et al.Changing epidemiology of methicillin-resistant Staphylococcusaureus in Canada .J Antimicrob Chemother.2013;68Suppl.1:47-55

[77]. Hamze M, Dabboussi F, Daher W, Izard D . Antibiotic resistance of Staphylococcus aureus at north Lebanon: place of the methicillin resistance and comparison of detection methods. Pathol Biol 2003; 51: 21-26.

[78]. Agence de la santé publique du Canada. Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline dans les hôpitaux de soins de courte durée : Rapport de surveillance du 1er janvier 2008 au 31 décembre 2012. Centre de la lutte contre les maladies transmissibles et les infections, Agence de la santé publique du Canada, 2014.

[79]. Jafari-Sales A., Farhadi F., Ezdiyadi M., Tarbiat-Nazloo1 M. Study of antibiotic resistance pattern in methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolated from clinical samples of hospitals in Tabriz - Iran. Int J BioMed Public Health. 2018; 1(2):71-75.

[80]. Parhizgari N, Moosavian S, Sharifi A. Antibiotic resistant pattern of methicillin resistant and sensitive S. aureus isolated from patients during 2009-2010 in Ahvaz, Iran. Armaghane danesh J. 2013;18(9):757-67

[81]. Kong EF, Johnson JK, Jabra-Rizk MA. Community associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus: an enemy amidst us. PLOS Pathogens 2016;12(10).

43

[82]. Omuse G., Kariuki S., Revathi G. Unexpected absence of meticillin-resistant Staphylococcus aureus nasal carriage by healthcare workers in a tertiary hospital in Kenya. J of Hosp Infect 2012;80(1): 71-73.

44

TABLE DES MATIERES

Dédicace i

REMERCIEMENTS ii

PLAN DU TRAVAIL iii

SIGLES ET ABREVIATIONS iv

LISTE DES FIGURES vi

LISTE DES TABLEAUX vi

RESUME vii

ABSTRACT viii

INTRODUCTION 1

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES STAPHYLOCOQUES AUREUS METHICILLINO-RESISTANTS 6

I.1. Staphylococcus aureus 6

I.1.1. Historique 6

I.1.2. Habitat 6

I.1.3. Caractères bactériologiques 6

I.1.4. Substances biologiquement actives 7

I.1.5. Pouvoir pathogène 9

I.1. 6. Diagnostic bactériologique des infections à S. aureus 10

I.2. Les antibiotiques 11

I.2.1. Définition 11

I.2.2. Les différentes classes d'antibiotiques 11

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES 17

II.1. Cadre de l'étude 17

II.2. Matériel 17

II.3. Méthodes 17

Analyses bactériologiques 18

? Saisie et analyses des données 20

II.4. Considérations éthiques 20

III.1. Prévalence des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline 21

III.2. Staphylococcus aureus résistant à la methiciline et antibiogramme 24

45

III.3. La sensibilité des antibiotiques aux souches hospitalières et des souches communautaires de

S. aureus 25

IV.1 Prévalence des souches de S. aureus résistantes à la méthicilline 27

IV.2. Staphylococcus aureus résistant à la methiciline et antibiogramme 29

IV.3. La sensibilité des antibiotiques aux souches hospitalières et des souches communautaires de

S. aureus 31

IV.4. L'Antibioréistance des SARM par rapport au type d'échantillon 31

RECOMMANDATIONS 34

REFERENCES 36

TABLE DES MATIERES 44

ANNEXES a

ANNEXE I. FICHE DE RECOLTE DES DONNEES a

ANNEXE II FORMULAIRE DE CONSENTEMENT ECLAIRE b

Annexe III : ANTIBIORESISTANCE DE SARM PAR RAPPORT AU TYPE D'ECHANTILLONS c

a

ANNEXES

ANNEXE I. FICHE DE RECOLTE DES DONNEES

1. N° /2018

2. SEXE : M F

3. AGE : (an)

4. RESIDENCE :

5. ORIGINE DE L'ECHANTILLON : Hôpital Communauté

6. TYPE D

7. COLORATION GRAM : GRAM positive GRAM negative

8. CULTURE MICROBIENNE: positive negative

9. COAGULASE : positive negative

10. GERMES ISOLEES: Si Staphylocoques, alors

11. ANTIBIOGRAMME:

ANTIBIOTIQUES

SENSIBLE

INTERMEDIAIR

RESISTANT

12. IDENTIFICATION DE SARM

STAPHYLOCOQUES ISOLEES

SARM positif

SARM négatif

b

ANNEXE II FORMULAIRE DE CONSENTEMENT ECLAIRE Consentement éclairé expliqué verbalement au participant dans la langue qu'il parle :

Nous sommes en train de mener une étude sur « l'antibiorésistance aux staphylocoques au Centre Universitaire de Diagnostic au Graben » dans le but de connaître les phénotypes des souches SARM chez les patients qui nécessitent un traitement adéquat comme c'est le cas de ceux qui souffrent de bactériémies et d'infections nosocomiales et d'autres infections liées à ces germes comme des infections de cutanées, des infections urogénitales,...

Sur ce, avons-nous besoin de récolter des informations personnelles chez tous les patients venant faire l'examen de culture. Ces informations seront gardées anonymes et votre nom ne sera pas lié aux données récoltées. Seule l'équipe de recherche aura accès à ces informations. Vous êtes libre d'accepter ou de refuser de participer à cette étude. Le retrait du consentement est également garanti à toute liberté.

Acceptez-vous librement de participer à cette étude ? Oui, j'ai compris et j'accepte de participer

Signature

C

Annexe III : ANTIBIORESISTANCE DE SARM PAR RAPPORT AU TYPE D'ECHANTILLONS

Antibiotiques	N				Type échantillon					Total
		Sang	Frottis vaginal	Frottis urétral	Urine	Sperme	Sécrétion ORL	secrétions cutanées	Autres
Amykacine	63	0(0,0%)	4(6,3%)	11(17,5%)	5(7,9%)	2(3,2%)	2(3,2%)	2(3,2%)	1(1,6%)	27(42,9%)
Augmentin	97	1(1,0%)	7(7,2%)	7(7,2%)	8(8,2%)	1(1,0%)	2(2,1%)	1(1,0%)	1(1,0%)	28(28,9%)
Azythromycin	52	1(1,9%)	10(19,2%)	20(38,5%)	8(15,4%)	3(5,8%)	2(3,8%)	5(9,6%)	1(1,9%)	50(96,2%)
Ceftriaxone	99	5(5,1%)	14(14,1%)	24(24,2%)	23(23,2%)	3(3,0%)	11(11,1%)	6(6,1%)	3(3,0%)	89(89,9%)
Ciprofloxacin	47	0(0,0%)	6(12,8%)	14(29,8%)	7(14,9%)	2(4,3%)	4(8,5%)	1(2,1%)	0(0,0%)	34(72,3%)
Clindamycine	99	3(3,0%)	9(9,1%)	17(17,2%)	11(11,1%)	2(2,0%)	14(14,1%)	3(3,0%)	2(2,0%)	61(61,6%)
Gentamycine	39	0(0,0%)	4(10,3%)	7(17,9%)	3(7,7%)	1(2,6%)	0(0,0%)	2(5,1%)	1(2,6%)	18(46,2%)
Erythromycin	81	1(1,2%)	11(13,6%)	19(23,5%)	16(19,8%)	2(2,5%)	5(6,2%)	5(6,2%)	1(1,2%)	60(74,1%)
Levofloxacin	51	0(0,0%)	5(9,8%)	12(23,5%)	6(11,8%)	2(3,9%)	1(2,0%)	3(5,9%)	1(2,0%)	30(58,8%)
Neomycine	7	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	3(42,9%)	1(14,3%)	4(57,1%)
Meropèneme	24	1(4,2%)	6(25,0%)	8(33,3%)	3(12,5%)	1(4,2%)	2(8,3%)	3(12,5%)	0(0,0%)	24(100,0%)
Oxacilline	100	5(5,0%)	16(16,0%)	27(27,0%)	23(23,0%)	4(4,0%)	17(17,0%)	5(5,0%)	3(3,0%)	100(100,0%)
Cloxacilline	2	0(0,0%)	1(50,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	0(0,0%)	1(50,0%)	0(0,0%)	2(100,0%)
Cotrimoxazol	50	1(2,0%)	9(18,0%)	19(38,0%)	8(16,0%)	3(6,0%)	4(8,0%)	5(10,0%)	1(2,0%)	50(100,0%)
Vancomycine	46	0(0,0%)	1(2,2%)	5(10,9%)	0(0,0%)	0(0,0%)	2(4,3%)	0(0,0%)	0(0,0%)	8(17,4%)
Spectinomycine	50	1(2,0%)	7(14,0%)	14(28,0%)	5(10,0%)	1(2,0%)	1(2,0%)	4(8,0%)	1(2,0%)	34(68,0%)
Chloramphénicol	41	0(0,0%)	4(9,8%)	13(31,7%)	2(4,9%)	0(0,0%)	1(2,4%)	2(4,9%)	1(2,4%)	23(56,1%)
Doxycycline	82	1(1,2%)	11(13,4%)	15(18,3%)	14(17,1%)	4(4,9%)	7(8,5%)	3(3,7%)	3(3,7%)	58(70,7%)
Clarithromycine	46	1(2,2%)	8(17,4%)	18(39,1%)	7(15,2%)	3(6,5%)	2(4,3%)	5(10,9%)	1(2,2%)	45(97,8%)